SKŁAD MOCZU JAKO ŹRÓDŁO INFORMACJI O NARA...

ECOLOGICAL CHEMISTRY AND ENGINEERING S

Vol. 15, No. 4 2008

Irena RUTKIEWICZ1* i Jacek NAMIEŚNIK 1

SKŁAD MOCZU JAKO ŹRÓDŁO INFORMACJI O NARA śENIU ZAWODOWYM NA ZWI ĄZKI ORGANICZNE

URINE AS A SOURCE OF INFORMATION ON ACCUPATIONAL EX POSURE TO ORGANIC COMPOUNDS - A REVIEW

Streszczenie: Przedstawiono przegląd prac dotyczących wykorzystania próbek moczu ludzkiego do badań analitycznych prowadzonych w celu uzyskania informacji o ekspozycji zawodowej na związki organiczne. Toksyczne działanie większości z tych związków stwarza nadal duŜe zagroŜenie wystąpienia chorób zawodowych. Stąd teŜ bardzo waŜne jest wykorzystanie monitoringu biologicznego do oceny ryzyka zawodowego. Przedstawiono równieŜ najczęściej stosowane techniki izolacji i wzbogacania związków organicznych i ich metabolitów z próbek moczu, a takŜe techniki oznaczania analitów w otrzymanych ekstraktach.

Słowa kluczowe: mocz, biomarkery, przygotowanie próbek, naraŜenie zawodowe

Wstęp

Rozwijający się od wielu lat przemysł wciąŜ stwarza zagroŜenie dla ludzi, wywiera-jąc przede wszystkim szkodliwe działanie na zdrowie osób zatrudnionych bezpośrednio w produkcji. Co prawda, ostre zatrucia w warunkach przemysłowych naleŜą obecnie do rzadkości, natomiast zatrucia przewlekłe występują juŜ znacznie częściej, powodując czasami występowanie tak zwanych skutków odległych, takich jak działanie rakotwórcze, teratogenne, mutagenne oraz wpływ na płodność, rozrodczość i potomstwo.

Nie ma więc wątpliwości, Ŝe naleŜy zwrócić większą uwagę na ryzyko zawodowe związane z naraŜeniem na czynniki chemiczne w środowisku pracy.

Wśród związków, które stanowią powaŜne zagroŜenie zarówno dla środowiska, jak i dla zdrowia człowieka, duŜe znaczenie mają związki organiczne, między innymi wielo-pierścieniowe węglowodory aromatyczne, związki fosfoorganiczne, pestycydy, oraz rozpuszczalniki organiczne.

1 Katedra Chemii Analitycznej, Wydział Chemiczny, Politechnika Gdańska, ul. G. Narutowicza 11/12, 80-952 Gdańsk, tel. 058 347 21 10, fax 058 347 26 94 * autor do korespondencji: [email protected]

Irena Rutkiewicz i Jacek Namieśnik

562

Rozpuszczalniki organiczne ze względu na bardzo szerokie zastosowanie zarówno w przemyśle, jak i w laboratorium analitycznym stanowią największe zagroŜenie wystą-pienia chorób zawodowych. Wszystkie rozpuszczalniki wykazują wspólną cechę działa-nia, a mianowicie wywołują szereg niekorzystnych zjawisk od depresji ośrodkowego układu nerwowego do znieczulenia ogólnego włącznie. Stąd objawy wywołane w wyniku przyjęcia przez organizm duŜych dawek róŜnych rozpuszczalników są bardzo podobne: euforia, zawroty głowy, utrata przytomności, paraliŜ, drgawki i śmierć z powodu zatrzy-mania oddychania i pracy serca. NiezaleŜnie od działania ogólnego rozpuszczalniki wy-kazują swoistą toksyczność narządową. Na przykład benzen wywołuje uszkadzanie szpi-ku kostnego, etanol i węglowodory chlorowane mają właściwości hepatotoksyczne, me-tanol moŜe wywoływać uszkodzenie nerwu wzrokowego, a dioksan naleŜy do grupy kancerogenów. Wymienione efekty ujawniają się zwykle po częstym naraŜeniu na te czynniki chemiczne [1].

RównieŜ wielopierścieniowe węglowodory aromatyczne (WWA) stanowią duŜe za-groŜenie dla zdrowia pracowników naraŜonych na działanie związków z tej grupy. Obecność związków z grupy WWA i ich metabolitów w moczu ludzkim w następstwie ekspozycji zawodowej są dowodem na to, Ŝe związki te są wchłaniane do organizmu. W doniesieniach źródłowych moŜna znaleźć informacje o wzroście zachorowań na raka płuc wśród pracowników przemysłu koksowniczego. NaraŜenie na dymy koksownicze zawierające w swoim składzie wielopierścieniowe węglowodory aromatyczne jest głów-ną przyczyną uznania przez Międzynarodową Agencję Badań nad Rakiem (IARC) pro-cesu koksowania węgla kamiennego za proces związany z wytworzeniem związków rakotwórczych w stosunku do organizmu ludzkiego [2, 3].

Ocenę zagroŜenia człowieka związaną z obecnością toksycznych związków orga-nicznych w środowisku pracy umoŜliwia analiza ludzkich tkanek lub płynów ustrojo-wych, której celem jest wykrycie w nich egzogennych substancji biochemicznych zwią-zanych z interakcją toksycznych związków chemicznych z systemem biologicznym czło-wieka.

Stąd teŜ bardzo waŜną rolę w ocenie ekspozycji zawodowej odgrywają badania mo-czu. Ze względu na łatwość otrzymywania próbek moczu moŜe być on bardzo waŜnym źródłem informacji o związkach toksycznych przedostających się do organizmu. Biorąc powyŜsze pod uwagę, nie ma wątpliwości, Ŝe duŜego znaczenia nabiera opracowanie i udoskonalenie zarówno metod przygotowania próbek moczu do analizy, jak i właściwy sposób przeprowadzenia analizy związków organicznych.

W opracowaniu podjęto próbę dokonania syntezy danych literaturowych dotyczą-cych wykorzystania próbek moczu do badań analitycznych w celu pozyskiwania infor-macji o naraŜeniu zawodowym na związki organiczne oraz technik izolacji i/lub wzboga-cania analitów z próbek moczu i oznaczanie ich wartości.

Mocz

Mocz jest płynem wytwarzanym w nerkach u ludzi zdrowych w ilości 1,0÷1,5 dm3 na dobę. Wraz z moczem oprócz wody (95%) są wydalane między innymi sole mineralne, kwasy, zasady, substancje toksyczne, produkty przemiany materii, pro-dukty detoksykacji oraz leki i ich metabolity. Mocz jest więc materiałem biologicznym,

Skład moczu jako źródło informacji o naraŜeniu zawodowym na związki organiczne

563

dostarczającym bardzo waŜne informacje na temat funkcjonowania organizmu człowie-ka, a takŜe naraŜenia go na szkodliwe działanie substancji toksycznych znajdujących się w miejscu pracy.

Jedną z waŜnych zalet moczu jako materiału biologicznego stosowanego w biomoni-toringu jest zarówno moŜliwość uzyskania stosunkowo duŜych objętości materiału do badań w sposób nieinwazyjny, jak i łatwość zbierania próbek moczu. Opracowując pro-cedurę pobierania próbek moczu, naleŜy uwzględnić kinetykę wydalania badanych sub-stancji. Bardzo często mogą jednak wystąpić trudności z systematycznym zbieraniem próbek [4, 5].

Mocz jako materiał biologiczny charakteryzuje się złoŜonym składem matrycy, co sprawia, Ŝe praca analityka jest znacznie trudniejsza i niemoŜliwa jest bezpośrednia ana-liza próbek moczu. Próbki tego medium wymagają specjalnego przygotowania, które polega przede wszystkim na izolacji (wymianie matrycy) oraz wzbogaceniu analitów przed etapem oznaczeń końcowych [6].

Monitoring biologiczny i biomarkery

Jedną z głównych metod określania stopnia naraŜenia pracowników przemysłu jest oznaczenie substancji toksycznych w powietrzu na stanowiskach pracy. Jednak ze względu na róŜne drogi wchłaniania (oprócz drogi oddechowej, równieŜ skóra i droga pokarmowa), a takŜe ruchomy charakter stanowisk pracy, mobilność pracowników w trakcie całego okresu pracy (zmiany robocze) i zróŜnicowany wysiłek w czasie wyko-nywania pracy oceny indywidualnego naraŜenia na szkodliwe działanie substancji che-micznych dokonuje się na podstawie biomarkerów. Biomarkery to wywołana przez kse-nobiotyk zmiana w komórkowych i biologicznych składnikach, procesach, strukturach i funkcjach, która jest mierzalna w systemie biologicznym lub w próbce [7].

Biomarkery stanowią elementy kolejnych etapów interakcji między organizmem a substancją chemiczną, zapoczątkowanej ekspozycją na czynniki szkodliwe, a zakoń-czonej efektem zdrowotnym. Stosowanie biomarkerów wiąŜe się z dostarczonymi przez nie informacjami o intensywności wchłaniania substancji toksycznych i jej przenikaniu do narządu krytycznego. W zaleŜności od informacji, jakie dostarczają biomarkery, wy-róŜnia się [1, 8]: • biomarkery ekspozycji - wskaźniki wchłoniętej dawki, określające ilościowo

wchłoniętą substancję toksyczną, jej metabolit lub produkty interakcji z substancja-mi endogennymi. Szczególne znaczenie mają biomarkery swoiste dla określonej tru-cizny i występujące w łatwo dostępnym materiale biologicznym, jak mocz, ślina, krew, wydychane powietrze;

• biomarkery skutków zdrowotnych (efektu) - dostarczają informacji o zmianach w organizmie, które powstały w wyniku ekspozycji na działanie substancji toksycz-nych;

• biomarkery wra Ŝliwości - informują o tym, czy w przypadku określonej osoby lub grupy osób po podaniu określonej dawki naleŜy oczekiwać wystąpienia skutków zdrowotnych mniejszych lub większych od oczekiwanych. Na rysunku 1 przedstawiono schematyczną drogę od etapu naraŜenia do wywołania

efektu zdrowotnego z zaznaczeniem miejsca róŜnych typów biomarkerów.


564

Rys. 1. Miejsce biomarkerów w ciągu wydarzeń prowadzących do powstania skutków zdrowotnych

Monitoring biologiczny polega więc na systematycznym pomiarze stęŜeń substancji toksycznych lub ich metabolitów (biomarkery ekspozycji), w tkankach, wydzielinach lub wydalinach, oddzielnie lub łącznie, mający na celu ocenę stopnia naraŜenia lub ryzyka dla zdrowia przy przyjęciu za podstawę odpowiednich danych interpretacyjnych [9]. W tym przypadku wartościami umoŜliwiającymi interpretacje wyników oznaczeń są wartości dopuszczalnych stęŜeń ksenobiotyków w materiale biologicznym (DSB).

Wartości dopuszczalnych stęŜeń w materiale biologicznym są ustalane dla standar-dowych warunków naraŜenia na pojedyncze substancje. Jednak przy interpretacji otrzy-manych wyników naleŜy wziąć pod uwagę czynniki dodatkowe, które czasami w znaczny sposób zmieniają otrzymane wyniki oznaczeń [10]. Do czynników dodatkowych moŜna zaliczyć między innymi: • palenie papierosów, • picie alkoholu, • rodzaj i sposób odŜywiania, • aktywność fizyczną, • wiek i płeć osoby naraŜonej.

Znaczenie mają równieŜ parametry naraŜenia, takie jak droga, dawka i czas ekspozycji.

Biomarkery ekspozycji nie są bezpośrednimi miernikami efektów szkodliwych. Mo-gą być jednak pomocne w przewidywaniu potencjalnych skutków zdrowotnych [1].

Toksyczność związków organicznych

NaraŜenie zawodowe występuje przy wykonywaniu pracy zarówno przy produkcji przemysłowej, jak i w miejscach pracy, gdzie stosuje się róŜnego typu związki organicz-ne, w tym przede wszystkim rozpuszczalniki organiczne. Choroby zawodowe stanowią nadal duŜe zagroŜenie zdrowia pracowników. Rozpoznanie choroby zawodowej jest czasami trudne, poniewaŜ zanieczyszczenie środowiska oraz postępująca chemizacja Ŝycia codziennego prowadzi do wzrostu poziomu antropopresji, co sprawia, Ŝe poza pracą zawodową człowiek jest naraŜony na działanie wielu innych toksycznych związ-ków chemicznych [11]. Do najczęściej występujących chorób zawodowych moŜna zali-czyć: � choroby dróg oddechowych

• podraŜnienie błon śluzowych górnych dróg oddechowych,


565

• uszkodzenie płuc, • rak płuc, nowotwory złośliwe dróg oddechowych, • nieŜyt alergiczny;

� choroby skóry • oparzenia chemiczne, zapalenia skóry, uczuleniowe wypryski kontaktowe, stany

przedrakowe raka skóry, • rak skóry;

� choroby jamy ustnej � choroby układu nerwowego

• depresja ośrodkowego układu nerwowego, • zaburzenia obwodowego układu nerwowego. Długi czas naraŜenia zawodowego na rozpuszczalniki organiczne moŜe powodować

encefalopatię, będącą skutkiem działania absorbowanych związków toksycznych. Obja-wom neurotoksycznym towarzyszy szczególnie osłabienie uwagi, pamięci i osłabienie funkcji motorycznych [12]. Dodatkowo, długotrwałe naraŜenie na rozpuszczalniki moŜe powodować zaburzenia w widzeniu kolorów [13].

Charakterystyka wybranych związków organicznych, które stwarzają największe za-groŜenia dla zdrowia pracowników naraŜonych na toksyczne działanie tych czynników, została przedstawiona w tabeli 1 [1, 14-20].

Tabela 1

Charakterystyka wybranych związków organicznych, które stwarzają największe zagroŜenia dla zdrowia pracowników naraŜonych na toksyczne działanie tych czynników

Analit Zastosowanie i miejsce naraŜenia

Toksyczne działanie

Metabolit NDS i DSB

Heksan - jako rozpuszczalnik klejów, lakierów, farb zwy-kłych i drukarskich, jako rozcieńczalnik i środek czyszczący

- w przemyśle gumowym, obuwniczym, spoŜyw-czym, farmaceutycznym, kosmetycznym, che-micznym

- zaburzenie obwodowego układu nerwowego - osłabienie sprawności ruchowej

2,5-heksanodion NDS: 72 mg/m3 DSB: 2,5 mg/dm3

Cyklohek-san

- jako rozpuszczalnik w przemyśle gumowym, w przemyśle farb, lakierów i Ŝywic, w przemyśle obuwniczym

- w syntezie chemicznej - zaburzenie ośrodkowego układu nerwowego (dzia-

łanie narkotyczne) - uszkodzenie nerek i wątroby - choroby skóry

1,2- i 1,4-cykloheksanol, cykloheksanon

NDS: 80 mg/m3 DSB: brak wartości ustalonej

Alkohol metylowy

- stosowany do syntezy związków chemicznych jako rozpuszczalnik

- w przemyśle chemicznym i meblarskim - depresyjnie na ośrodkowy układ nerwowy - podraŜnienie błon śluzowych - drętwienie kończyn

NDS: 100 mg/m3 DSB: 6 mg/dm3


566

- zaburzenia słuchu - upośledzenie widzenia

Alkohol propylowy

- rozpuszczalnik w przemyśle tekstylnym - składnik tuszu drukarskiego - działa depresyjnie na ośrodkowy układ nerwowy - martwica nerek

NDS: 200 mg/m3 DSB: brak wartości ustalonej

Alkohole butylowe

- jako rozpuszczalnik - jako surowiec w syntezie chemicznej - w przemyśle tekstylnym, spoŜywczym, chemicz-

nym - przy produkcji tworzyw zastępujących szkło, farb,

lakierów - depresja ośrodkowego układu nerwowego - podraŜnienie oczu, dróg oddechowych, skóry

NDS:200 mg/m3 DSB: brak wartości ustalonej

Benzen - jako rozpuszczalnik - jako surowiec w syntezie chemicznej - w przemyśle gumowym, chemicznym, farmaceu-

tycznym, farb i lakierów, tworzyw sztucznych - zaburzenie ośrodkowego układu nerwowego - podraŜnienie błon śluzowych, dróg oddechowych,

skóry - uszkodzenie układu krwiotwórczego - białaczka limfocytarna - ziarnica złośliwa

fenol NDS: 10 mg/m3

DSB: 70 mg/dm3

Toluen - jako rozpuszczalnik - jako surowiec w syntezie barwników, materiałów

wybuchowych - przy dystrybucji paliw silnikowych - przy emisji ze spalin silników samochodowych - depresja ośrodkowego układu nerwowego - zaburzenie układu krwionośnego - niewydolność nerek - neuropatia obwodowa - zaburzenie funkcji wątroby

kwas hipurowy NDS: 100 mg/m3

DSB: 80 mg/h

Ksylen - w przemyśle petrochemicznym, koksowniczym - jako rozpuszczalnik w poligrafii - przy produkcji farb i lakierów - jaku surowiec w produkcji barwników organicz-

nych - depresja ośrodkowego układu nerwowego - zapalenie oskrzeli - podejrzany o działanie embriotoksyczne, terato-

genne

kwas metylohi-purowy

NDS: 100 mg/m3

DSB: 1,4 g/dm3

Styren - przy produkcji tworzyw sztucznych, gumy synte-tycznej, polisterenu, kopolimerów

- jako rozpuszczalnik - jako surowiec w syntezie chemicznej - działanie neurotoksyczne - depresja ośrodkowego układu nerwowego - działa draŜniąco na błony śluzowe - stany zapalne spojówek, dróg oddechowych

kwas migdałowy kwas fenylo-glioksylowy

NDS: 50 mg/m3

DSBkw.migdałowy: 16 mg/h DSBkw. migdałowy+kw.

fenyloglioksylowy: 25 mg/h


567

- choroby skóry - działa mutagennie

Fenol - jako surowiec w syntezie chemicznej - przy produkcji zmywaczy farb, lakierów, gum - przy stosowaniu Ŝywic fenolowych - działa draŜniąco na skórę, oczy, drogi oddechowe - działanie neurotoksyczne - wstrząs sercowo-naczyniowy - silna kwasica metaboliczna - uszkodzenie nerek

NDS: 10 mg/m3

DSB: 250 mg/g kreatyniny

Chloro-form

- jako rozpuszczalnik - jako surowiec do syntezy chemicznej - działanie narkotyczne - zaburzenie trawienia - uszkodzenie ośrodkowego układu nerwowego - uszkodzenie wątroby, marskość

NDS: 20 mg/m3

DSB: brak wartości ustalonej

Trichloro-eten

- jako rozpuszczalnik - jako nośnik w preparatach owadobójczych - składnik farb drukarskich - depresja ośrodkowego układu nerwowego - działa narkotycznie - zakłócenia układu sercowo-naczyniowego - uszkodzenie nerek, wątroby - polineuropatia obwodowego układu nerwowego - choroby skóry

kwas trichloro-octowy

NDS: 50 mg/m3

DSB: 20 mg/dm3

Tetrachlo-roeten

- wykorzystywany w czyszczeniu chemicznym w pralniach

- stosowany do odtłuszczania metali − podraŜnienie błon śluzowych, śluzówki oczu − choroby skóry − moŜliwe uszkodzenie nerek, wątroby, centralnego

układu nerwowego − czynnik przypuszczalnie rakotwórczy dla ludzi

NDS: 60 mg/m3


Aceton - jako rozpuszczalnik - składnik farb, lakierów - jako surowiec do syntezy chemicznej - depresja ośrodkowego układu nerwowego - działa narkotycznie - podraŜnienie oczu, dróg oddechowych - uszkodzenie wątroby, nerek - choroby skóry

NDS: 200 mg/m3


Eter ety-lowy

- jako rozpuszczalnik w przemyśle chemicznym, farmaceutycznym, kosmetycznym

- przy produkcji prochu bezdymnego, jedwabiu sztucznego, kolodium

- w laboratoriach analitycznych - depresja ośrodkowego układu nerwowego - napady padaczkowe - zaburzenie rytmu serca - nieŜyt oskrzeli - zaburzenie funkcji nerek

NDS: 300 mg/m3



568

- zwiększona produkcja krwinek czerwonych - choroby skóry

Akryloni-tryl

- przy produkcji poliakrylonitrylu, kauczuków synte-tycznych

- jako współprodukt w przemyśle fumigantów - w przemyśle gumowym, włókien sztucznych przy

produkcji akrylonitrylu, Ŝywic akrylowych - działa neurotoksycznie - uszkodzenie ośrodkowego układu nerwowego - zwyrodnienie wątroby, nerek - działa draŜniąco na skórę, górne drogi oddechowe - zmiany w układzie krwiotwórczym - działanie mutagenne - podejrzany o działanie rakotwórcze

NDS: 2 mg/m3


Disiarczek węgla

- przy produkcji włókien wiskozowych, półprze-wodników

- jako rozpuszczalnik w przemyśle gumowym, che-micznym, zapałczanym

- stosowany do utrzymania świeŜości owoców - w przemyśle chemicznym, celulozowo-

-wiskozowym - depresja ośrodkowego układu nerwowego - polineuropatia obwodowa - zmiany w układzie sercowo-naczyniowym - zmiany w narządzie wzroku - zaburzenia Ŝołądkowo-jelitowe

Kwas tiazolidy-no-2-tio-4-

karboksylowy

NDS: 18 mg/m3


WWA - w przemyśle koksowniczym, stalowym, gumowym, petrochemicznym

- w hutnictwie Ŝelaza, aluminium - przy emisji ze spalin silników samochodowych - gazyfikacja węgla - przy przetwórstwie mas bitumicznych - gazowanie paliw stałych, odgazowanie węgla benzo[a]piren - działanie rakotwórcze, mutagenne, teratogenne - podraŜnienie błon śluzowych oczu, górnych dróg

oddechowych

Hydroksypiren

NDSbenzo[a]piren: 0,002 mg/m3 DSB: brak wartości ustalonej

Techniki izolacji i/lub wzbogacania związków organicznych z próbek moczu

Ze względu na bardzo złoŜony, a często i zmienny skład matrycy moczu nie jest moŜliwa bezpośrednia analiza próbek tego materiału biologicznego. Przygotowanie próbek moczu do analizy jest zadaniem złoŜonym, dlatego teŜ ten etap jest jednym z głównych źródeł popełnienia błędów zarówno systematycznych, jak i losowych [4].

Podstawowym elementem przygotowania próbek moczu do analizy jest etap izolacji i/lub wzbogacania, polegający na przeniesieniu analitów z matrycy pierwotnej, charakte-ryzującej się złoŜonym składem do matrycy wtórnej z równoczesnym usunięciem sub-stancji przeszkadzających i zwiększeniem stęŜenia analitów do poziomu powyŜej granicy


569

oznaczalności stosowanego przyrządu kontrolno-pomiarowego [6]. Ze względu na trud-ności występujące podczas przygotowania próbek moczu do analizy istnieje konieczność poszukiwania nowych rozwiązań zarówno metodycznych, jak i aparaturowych.

W praktyce analitycznej najczęściej wykorzystuje się techniki izolacji i/lub wzboga-cania do fazy gazowej, fazy ciekłej i fazy stałej (stacjonarnej), które nadają się w przy-padku oznaczania lotnych, średniolotnych i trudno lotnych związków organicznych [6]. Najczęściej stosowane techniki izolacji i wzbogacania analitów z próbek moczu zostały pokrótce przedstawione poniŜej.

Ekstrakcja typu ciecz-ciecz (LLE)

Ekstrakcja typu ciecz-ciecz to klasyczna technika ekstrakcji oznaczanych analitów organicznych z roztworu wodnego. Podstawę tej techniki jest podział rozpuszczonego analitu między fazą organiczną (ekstrahent) a roztworem wodnym (badana próbka), zgodnie z wartością liczbową odpowiedniego współczynnika podziału. Przesunięcie równowagi w kierunku fazy organicznej prowadzi do wzrostu wzbogacenia tej fazy w badany analit. Efekt ten moŜna uzyskać np. przez dodatek soli do fazy wodnej. Efek-tywność ekstrakcji moŜna teŜ podnieść przez jej dwu- lub kilkakrotne powtórzenie. Eks-trakcja typu ciecz-ciecz jest łatwa w wykonaniu i nie wymaga skomplikowanej aparatury, dlatego jest szeroko stosowana [21], chociaŜ coraz częściej jest zastępowana przez inne metody. Dzieje się tak, poniewaŜ technika LLE charakteryzuje się szeregiem niedogod-ności i ograniczeń. NaleŜą do nich: • czasochłonność, • trudności związane z automatyzacją, • tworzenie się emulsji (utrudnia rozdzielanie obu faz) [22], • zuŜywanie duŜych objętości rozpuszczalników organicznych, często o toksycznym

działaniu. Zastosowanie techniki LLE umoŜliwia uzyskanie wysokiego stopnia wzbogacania

analitu [23], jednak duŜą uwagę naleŜy zwrócić na dobór odpowiedniego rozpuszczalni-ka, a takŜe na polarność oznaczanych związków [24].

Ekstrakcja do fazy stałej (SPE)

Obecnie najpopularniejsze sposoby przygotowania próbki, szczególnie w analizie organicznej, są róŜne warianty techniki ekstrakcji do fazy stałej (SPE). Podstawą tej techniki jest sorpcja analitu na sorbencie. W pierwszej kolejności badane substancje są zatrzymywane na sorbencie, a następnie wymywane przy uŜyciu niewielkiej ilości roz-puszczalnika organicznego. Tym sposobem dochodzi równocześnie do ekstrakcji i wzbogacania analitu [23].

O skuteczności procesu wyodrębnienia analitu, tj. jego selektywnej sorpcji, ilościo-wej desorpcji i odzysku decyduje porowatość nośnika, gęstość pokrycia fazą stacjonarną [25] i prawidłowy wybór rozpuszczalnika do elucji zanieczyszczeń i zaadsorbowanych analitów. Trzeba równieŜ pamiętać o oddziaływaniu innych substancji obecnych w ma-trycy oraz samej matrycy na procesy sorpcyjne, poniewaŜ mogą one wpływać ujemnie na


570

powtarzalność odzysku. Jest to bardzo waŜny etap całego postępowania analitycznego, gdyŜ jeśli jego wydajność nie jest wystarczająco duŜa, końcowy wynik badania moŜe być obarczony duŜym błędem i tym samym niemiarodajny [26].

Metoda ekstrakcji nielotnych substancji z cieczy w układzie ciecz-ciało stałe jest ła-twa, tania i moŜliwa do wykonania przy uŜyciu prostej aparatury i małych ilości rozpusz-czalników organicznych. Ekstrakcja w układzie ciecz-ciało stałe moŜna stosunkowo łatwo zautomatyzować [27]. Automatyczne urządzenia do tej ekstrakcji są łączone bez-pośrednio z chromatografem gazowym lub cieczowym [28].

Zastosowania techniki SPE w badaniach środowiskowych i biomedycznych wraz z wieloma szczegółami teoretycznymi zostało dość obszernie opisane w publikacjach przeglądowych [27, 29, 30].

Mikroekstrakcja do fazy stacjonarnej (SPME)

Kolejną pokrewną techniką, obecnie szeroko stosowaną w laboratoriach, jest mikro-ekstrakcja do fazy stacjonarnej (SPME), która daje się łatwo łączyć z chromatografią gazową i charakteryzuje się znikomym zuŜyciem rozpuszczalnika organicznego. Ponadto istnieje moŜliwość całkowitej automatyzacji tego procesu. Technika SPME to w chwili obecnej klasyczny przykład tak zwanej bezrozpuszczalnikowej techniki pobierania pró-bek analitów i ich wprowadzenie do przyrządu kontrolno-pomiarowego. Istnieją bezpo-średnie połączenia SPME z chromatografami gazowymi, umoŜliwiające automatyczne dozowanie próbek do kolumny chromatografu [24, 31].

Technikę tę stosuje się zazwyczaj w połączeniu z chromatografią gazową lub GC/MS do oznaczania róŜnorodnej grupy związków, szczególnie do ekstrakcji substancji lotnych bądź średniolotnych. SPME moŜna takŜe połączyć z wysokosprawną chromato-grafią cieczową bądź HPLC-MS do analiz substancji nielotnych lub termicznie niestabil-nych [28, 32].

Procedura analityczna wykorzystująca techniki SPME obejmuje zasadniczo dwa podstawowe etapy. W pierwszym analit jest zatrzymywany na sorbencie, natomiast w drugim etapie sorbent jest wystawiany na działanie wysokiej temperatury w gorącym dozowniku chromatografu gazowego, a uwolnione anality przenoszone są do kolumny chromatograficznej. Wyboru odpowiednich parametrów w SPME dokonuje się, biorąc pod uwagę takie właściwości, jak: lotność, polarność i masa molekularna analitów, skład chemiczny próbki czy współczynnik podziału analitu [33]. Modyfikacja składu próbki moczu, np. przez dodanie soli (wzrost siły jonowej roztworu) bądź zmianę pH próbki, powoduje zmianę współczynnika podziału analitu i znaczne zwiększenie ilość ekstraktu [34]. Czułość techniki SPME moŜna równieŜ zwiększyć przez zastosowanie grubszego filmu fazy stacjonarnej, co jednak powoduje wydłuŜenie czasu uzyskania równowagi w układzie w trakcie ekspozycji włókna ekstrakcyjnego.

Mikroekstrakcję do fazy stacjonarnej wykorzystuje się m.in. przy oznaczeniu roz-puszczalników organicznych (dichlorometan, trichloroeten, tetrachloroeten [34], benzen, toluen, etylobenzen, ksyleny) [31], środków narkotycznych (amfetamina i jej pochodne) [35, 36], pestycydów [37-39] w próbkach moczu.


571

Ekstrakcja za pomocą ruchomego elementu sorpcyjnego (SBSE)

Ekstrakcja za pomocą ruchomego elementu sorpcyjnego naleŜy do technik, która równieŜ nie wymaga stosowania rozpuszczalników [40]. W tej metodzie przygotowania próbek ciekłych do oznaczania anality są sorbowane w warstwie medium pochłaniające-go (najczęściej polidimetylosiloksanu (PDMS) [41]) na ruchomym elemencie (podob-nym do mieszadełka magnetycznego) [28].

W odróŜnieniu od techniki SPME, w przypadku ekstrakcji za pomocą ruchomego elementu sorpcyjnego, jest stosowana duŜo większa objętość sorbentu PDMS, co pozwa-la na znaczne zwiększenie ilości ekstraktu. JednakŜe, faza PDMS nie jest fazą polarną, a więc izolacja tych związków jest uciąŜliwa [41].

Etap ekstrakcji z wykorzystaniem obu technik (SBSE i SPME) moŜna poprzedzać derywatyzacją analitów w próbce, w celu przeprowadzenia ich w substancje dobrze się ekstrahujące i odpowiednie do analizy wybraną techniką chromatograficzną oraz w celu wstępnego ich oddzielenia od składników próbki, które stanowią matrycę próbki [28]. Jedną z zalet techniki SBSE jest moŜliwość jej wykorzystania do odzyskiwania ślado-wych ilości lotnych związków organicznych oraz związków średniolotnych. Obecnie ekstrakcja ta jest równieŜ stosowana do oznaczania w próbkach moczu między innymi pestycydów, detergentów, węglowodorów z grupy WWA i bifenyli polichlorowanych [41].

Ekstrakcja w układzie ciecz-gaz

Jest to technika ekstrakcyjna, w której analizie poddaje się próbki fazy gazowej znajdujące się nad powierzchnią cieczy i będące w równowadze statycznej lub dyna-micznej z badaną próbką ciekłą. Analiza fazy nadpowierzchniowej jest moŜliwa wów-czas, gdy lotność i stęŜenie substancji oznaczanej w analizowanej próbce są wystarczają-ce do wytworzenia dostatecznie duŜego stęŜenia analitu w fazie gazowej, aby moŜna było go oznaczyć przy uŜyciu chromatografii gazowej.

Wśród technik analizy fazy nadpowierzchniowej moŜna wyróŜnić: • technikę statyczną (HS), w której obie stykające się ze sobą fazy - wodna (próbka)

i gazowa (matryca odbierająca) są nieruchome, badaną próbkę umieszcza się w za-mkniętym naczyniu o stałej temperaturze i pobiera do analizy fazę nadpowierzch-niową dopiero po osiągnięciu stanu równowagi termodynamicznej [42],

• technikę dynamiczną (DHS), w której gaz przepuszcza się przez próbkę lub nad próbką w sposób ciągły (współprądowo lub przeciwprądowo), a unoszone z nim anality są zatrzymywane w pułapce z sorbentem [43]. Znanych jest wiele wariantów tej techniki. Do najbardziej popularnych naleŜy zaliczyć: • wypłukiwanie analitów za pomocą strumienia gazu z jednoczesnym ich zatrzy-

mywaniem na złoŜu sorbentu (PT), • wypłukiwanie analitów za pomocą strumienia gazu cyrkulującego w zamknię-

tym obiegu z jednoczesnym ich zatrzymywaniem na złoŜu sorbentu (CLSA), • analizy fazy nadpowierzchniowej nad cienkim filmem cieczy z jednoczesną ge-

neracją strumienia ciekłego sorbentu (TLHS).


572

Technika analizy fazy nadpowierzchniowej moŜe stanowić dogodne narzędzie do izolacji lotnych związków chlorowcoorganicznych z próbek moczu [44]. Lotne związki chlorowcoorganiczne wydalane są z moczem w postaci niezmienionej, wobec czego taki rodzaj materiału biologicznego doskonale nadaje się do oceny procesu ich wchłaniania i ekspozycji [43].

Ekstrakcja membranowa

Wykorzystuje róŜnicę powinowactwa pomiędzy analitem i materiałem membrany. Strumień ciekłej próbki wprowadzany na membranę dzieli się na dwa strumienie: 1) ekstrakt - związki, które przejdą przez membranę, 2) retentat - matryca próbki, która nie przenika przez membranę.

Selektywność rozdziału w tym procesie wynika z róŜnic w przepuszczalności skład-ników rozdzielanej mieszaniny przez stosowaną membranę. W zaleŜności od zastosowa-nej metody membranowej siłą napędową procesu jest róŜnica stęŜeń, róŜnica w pręŜności par lub róŜnica ciśnień po obu stronach membrany [44-47].

Oznaczanie związków organicznych w próbkach płynów biologicznych

Analiza próbek otrzymanych ekstraktów/eluatów obejmuje identyfikację oraz ozna-czenie ilościowe poszczególnych składników i jest moŜliwa do przeprowadzenia, gdy zastosuje się odpowiednią technikę chromatograficzną. Wśród szerokiej gamy technik chromatograficznych do oznaczania organicznych składników płynów biologicznych przede wszystkim stosuje się chromatografię gazową (GC) [48]. W zaleŜności od rodzaju badanych związków korzysta się z róŜnych systemów detekcji. Przykładowo w chroma-tografii gazowej do oznaczania związków zawierających chlorowce uŜywa się detektora wychwytu elektronów (ECD) [22], do oznaczania węglowodorów - detektora płomie-niowo-jonizacyjnego (FID) [49]. Rzadziej znajduje zastosowanie wysokosprawna chro-matografia cieczowa (HPLC), w której do badania związków zawierających grupy chro-moforowe uŜywa się detektora fluorescencyjnego UV albo z matrycą diodową (DAD). Trudności z identyfikacją składników badanych próbek wymusiły konieczność sprzęŜe-nia technik chromatograficznych z innymi technikami analitycznymi [23, 50]. Do naj-waŜniejszych technik naleŜą: • GC-MS [51], • LC-MS [52], • GC-FT-IR [53], • GC-AED [54].

Przy ustalaniu optymalnych warunków procesu rozdzielania chromatograficznego (przed etapem detekcji i identyfikacji) naleŜy wziąć pod uwagę wiele parametrów. Przede wszystkim naleŜą do nich: 1) charakter oznaczanego związku (polarność, temperatura wrzenia, lotność, reaktyw-

ność), 2) wybór kolumny chromatograficznej (odpowiedni rodzaj, wypełnienie),


573

3) wybór detektora (odpowiednia czułość, zakres liniowości w zaleŜności od stęŜenia analitu w próbce),

4) sposób dozowania próbki (ręczny, automatyczny, rodzaj nastrzyku - z podziałem bądź bez podziału próbki),

5) dobór parametrów prowadzenia analizy (temperatura kolumny, detektora, dozowni-ka). PoniŜej pokrótce przedstawiono techniki oznaczeń końcowych najczęściej stosowa-

ne w przypadku związków organicznych.

Chromatografia gazowa (GC)

Chromatografia gazowa jest najbardziej rozpowszechnioną metodą instrumentalną i zajmuje pierwsze miejsce w analizie związków organicznych. Jest to związane z prosto-tą, szybkością prowadzenia analizy, a przede wszystkim moŜliwością oznaczania ślado-wych ilości analitu w próbce (na poziomie ppt). Zakres stosowalności GC jest określony głównie przez trwałość termiczną próbki i materiałów chromatograficznych. Próbka do analizy z wykorzystaniem tej techniki musi być termicznie trwała w temperaturze nie-zbędnej do odparowania oznaczanych składników.

Analiza mieszaniny związków wykorzystuje róŜnice w oddziaływaniach jej po-szczególnych składników z fazą stacjonarną. Dzięki róŜnej sile oddziaływań pomiędzy fazą stacjonarną a poszczególnymi związkami składniki mieszaniny z róŜną szybkością migrują wzdłuŜ kolumny chromatograficznej, co umoŜliwia oznaczanie składników mie-szaniny [50]. Warunki pracy chromatografu dobiera się w zaleŜności od właściwości analizowanej grupy związków.

Gazowa chromatografia dwuwymiarowa (GC×GC)

W chromatografii dwuwymiarowej wykorzystuje się dwie kolumny chromatogra-ficzne. Anality zawarte w fazie ruchomej, opuszczającej pierwszą kolumnę chromatogra-ficzną, są w sposób ciągły zbierane i okresowo dozowane do drugiej kolumny, której faza stacjonarna ma inną selektywność. Technika ta pozwala na zachowanie rozdzielenia pików osiągniętego w pierwszej kolumnie, zapewniając jednocześnie dodatkowe roz-dzielenie w drugiej kolumnie. Dwuwymiarowa chromatografia gazowa ma wiele zalet, np. zwiększoną zdolność rozdzielczą, większą czułość oraz bardziej przejrzystą postać chromatogramów [48].

Chromatografia gazowa sprzęŜona ze spektrometrią mas (GC-MS)

Ta chromatografia jest połączeniem chromatografii gazowej ze spektrometrią mas, co pozwala na bardzo szybką i precyzyjną analizę zarówno jakościową, jak i ilościową złoŜonych próbek. Jest najbardziej czułą i specyficzną metodą identyfikacji złoŜonych mieszanin. W przypadku analizy chromatograficznej z detekcją FID, NPD i ECD identy-fikacja związków dokonuje się na podstawie czasów retencji. Taka metodyka identyfika-


574

cji wymaga zastosowania wzorców substancji analizowanych. Wyniki porównania cza-sów retencji substancji wzorcowych i badanych stanowią jedno z podstawowych kryte-riów ich identyfikacji. Nie są to jednak wyniki absolutnie jednoznaczne, gdyŜ róŜne substancje w określonych warunkach analizy mogą mieć identyczny czas retencji. W takich przypadkach w identyfikacji badanej substancji moŜe pomóc zmiana parame-trów analizy (np. zmiana programu temperaturowego), zastosowanie kolumn o innej polarności lub, najczęściej, tzw. derywatyzacja, tj. przekształcenie związków analizowa-nych w pochodne, które moŜna oznaczyć z większą czułością i precyzją [26].

Wysokosprawna chromatografia cieczowa (HPLC)

Ta technika analityczna znajduje szerokie zastosowanie szczególnie do oznaczania analitów charakteryzujących się małą lotnością lub termicznie nietrwałych.

Proces chromatograficzny wykorzystuje róŜnice w sile oddziaływań składników bada-nej próbki z fazą ruchomą i stacjonarną. Rozdział składników badanej próbki następuje w wyniku powtarzających się procesów sorpcji i desorpcji. Fazą ruchomą jest rozpuszczal-nik lub mieszanina rozpuszczalników, natomiast dobór fazy stacjonarnej jest uwarunkowa-ny zapewnieniem odpowiedniego oddziaływania pomiędzy fazą stacjonarną a oznaczanymi składnikami próbki. Dobór detektora, a tym samym czułość, zaleŜy od ilości próbki, jaką się dysponuje. Przy małych objętościach dozowanych próbek ekstraktów i charakteryzują-cych się małym stęŜeniem analitu wykorzystuje się detektory charakteryzujące się duŜą czułością. Najlepsze wyniki uzyskuje się, stosując detektory działające na zasadzie absorp-cji światła w zakresie ultrafioletowym (UV) lub w zakresie ultrafioletowym i widzialnym (UV-VIS) [55, 56].

W chromatografii cieczowej podobnie jak i w gazowej zastosowano połączenie z tandemową spektrometrią mas w miejsce wcześniej stosowanych detektorów UV i fluorescencyjnego i w ten sposób wyeliminowano etap oczyszczania ekstraktu [48].

Wysokosprawna chromatografia cienkowarstwowa (HPTLC)

Ten rodzaj chromatografii wyróŜnia się prostotą wykonania, nie wymaga kosztownej aparatury [57], moŜe więc być stosowana w warunkach skromnego laboratorium. Wyko-rzystuje ona róŜną szybkość przechodzenia składników mieszaniny z bardzo cienkiej warstwy adsorbentu nałoŜonego na płytkę do przesuwającego się wzdłuŜ płytki rozpusz-czalnika. Rozdzielone składniki mieszaniny przeprowadza się w barwne połączenia za pomocą specyficznych odczynników [26]. HPTLC jest zwykle stosowana do badań me-dycznych próbek moczu [58, 59].

Techniki immunochemiczne

Analiza danych literaturowych moŜe stanowić podstawę do stwierdzenia, Ŝe w ostatnim czasie szczególnie szybko rozwijają się techniki immunochemiczne, które pozwalają przeprowadzać badania przesiewowe (skriningowe) duŜej liczby próbek


575

w krótkim czasie bez uŜycia specjalistycznej aparatury. W technikach tych zasada ozna-czeń polega na oddziaływaniu między antygenem (haptenem) i przeciwciałem skierowa-nym przeciwko antygenowi. Wykorzystuje się w nich zjawisko współzawodnictwa mię-dzy antygenem znakowanym izotopem promieniotwórczym, enzymem lub barwnikiem fluoryzującym i antygenem nieznakowanym (czyli substancją oznaczoną) o ograniczoną liczbę miejsc wiąŜących w molekule przeciwciała.

Zaletami technik immunochemicznych jest duŜa czułość, moŜliwość oznaczania substancji organicznych bezpośrednio w materiale biologicznym (tj. bez często kłopotli-wego etapu izolacji) oraz stosunkowy krótki czas potrzebny do wykonania oznaczenia.

Do tej grupy naleŜą [26]: - Radioimmunoanaliza (RIA), w której stosuje się antygen znakowany pierwiastkiem

promieniotwórczym. Badana substancja (antygen nieznakowany) wypiera antygen znakowany z jego kompleksu z przeciwciałem. Ilość znakowanego antygenu, wypar-ta z kompleksu, jest miarą ilości badanej substancji w próbce materiału biologiczne-go.

- Immunoanaliza enzymatyczna (EIA), w której stosuje się antygen znakowany enzy-mem, np. lizozym, dehydrogenaza jabłczanowa. Utworzenie kompleksu antygenu znakowanego enzymem z przeciwciałem powoduje zmniejszanie aktywności enzy-mu. Antygen nieznakowany (czyli oznaczana substancja), jeśli jest obecny w bada-nej próbce, rozbija kompleks znakowanego antygenu z przeciwciałem, powodując wzrost aktywności enzymatycznej proporcjonalny do stęŜenia substancji oznaczanej.

- Immunoanaliza fluorescencyjna, w której antygen jest znakowany barwnikiem fluo-ryzującym (na przykład fluoresceiną). Występująca w moczu analit wypiera znako-wany fluoresceiną antygen z kompleksu antygen-przeciwciało. Pociąga to za sobą zmianę polaryzacji fluorescencji mierzoną przez odpowiedni system detektorowy. Poza wykryciem obecności analitu technika ta pozwala ocenić jego przybliŜone stę-Ŝenie w badanym materiale biologicznym. JednakŜe jej specyficzność nie jest duŜa, tzn. stosowane w niej odczynniki nie są swoiste dla jednej substancji, lecz mogą rea-gować z mniejszą lub większą wydajnością z całą grupą substancji o zbliŜonej struk-turze. Immunoanaliza fluorescencyjna jest najczęściej stosowaną techniką przesie-wową badania moczu na obecność narkotyków. Informacje na temat moŜliwości zastosowania powyŜszych technik do oznaczenia

organicznych ksenobiotyków w próbkach moczu i krwi zestawiono w tabeli 2.

Tabela 2 Informacje literaturowe dotyczące technik analitycznych wykorzystywanych do oznaczenia związków orga-

nicznych i ich metabolitów w próbkach moczu

ANALIT Przygotowanie próbek do analizy Technika oznaczeń

końcowych Literatura

TLHS GC-ECD [60] trihalometany analiza fazy nadpowierzchniowej GC-MS [61]

trichloroeten trichloroetanol kwas trichlorooctowy

hydroliza enzymatyczna dodanie roztworu siarczanu diamonu, 1-bromo-2-chloroetan, kwas siarko-wy analiza fazy nadpowierzchniowej

GC [62]

etanol aceton

hydroliza enzymatyczna GC-ECD [63]


576

2,3-butandiol aldehyd octowy metanol analiza fazy nadpowierzchniowej GC-FID [64] octan etylu benzen butan-1-ol toluen octan butylu octan izoamylu etylobenzen

analiza fazy nadpowierzchniowej GC-FID [65]

hydrochinon hydroliza kwaśna LLE

GC-FMD [66]

kwas dimetylobenzoesowy analiza fazy nadpowierzchniowej GC-FID [67]

kwas (2-metoksyetoksy)octowy LLE estryfikacja

GC-MS 68]

4-hydroksynonenal SBSE GC-MS [69] - 2,4-dichlorofenol - 4-tert-butylofenol - 4-tert-oktylofenol - 4-nonylofenol - pentachlorofenol

SBSE GC-MS [4,70,71]

heksafluoroizopropanol analiza fazy nadpowierzchniowej GC-MS [72] 4-nonylofenol, glukuronian SBSE GC-MS [73] bisfenol A SBSE GC-MS [4,74] fenole SPE GC-MS [22]

4-heptanon trimetyloamina

hydroliza kwaśna hydroliza zasadowa analiza fazy nadpowierzchniowej

GC-MS [75]

nitroareny aminy aromatyczne

hydroliza enzymatyczna SPE acylowanie amin aromatycznych

GC-MS [76]

wielopierścieniowe węglowodo-ry aromatyczne

hydroliza enzymatyczna, SPE

GC-MS [77]

SBSE GC-MS [78] hydroliza enzymatyczna HPLC-FSD [79] 1-hydroksypiren hydroliza kwaśna LC-MS [80]

etanodial metyloglikosal

SBSE HPLC –DAD [81]

kwasy trans, trans-mukonowy SPE HPLC-UV [65] gatifloksacin rozcieńczenie próbki do pH 3,48 HPLC [82] diuretyki LLE LC-MS [83]

clenbuterol hydroliza enzymatyczna LLE

LC-MS-MS [84]

estery fosfoorganiczne SPE LC MS [25]

diazepam hydroliza enzymatyczna LLE

LC-MS [85]

ftalan mono(2-etyloheksylu) SPE HPLC [86]

SPE izotopowe rozcieńcze-

nie MS [87]

metabolity ftalanu:

SPE izotopowe rozcieńcze-

nie MS [88]


577

Tabela 3 Poziomy stęŜeń związków organicznych lub ich metabolitów oznaczonych w próbkach moczu pracowników naraŜonych zawodowo na te związki

GRUPA NARAśONA GRUPA NIENARA śONA ZWI ĄZEK

ORGANICZNY ANALIT Liczba

dawców StęŜenie Miejsce pracy

Liczba dawców

StęŜenie Literatura

halogenki organiczne trichloroetanol 9 6,93 mg/cm3 naraŜenie na halogenki organiczne - - {62] halogenki organiczne kwas trichlorooctowy 9 5,47 µg/cm3 naraŜenie na halogenki organiczne - - [62]

trichloroetanol 18 0,13 (0÷2,56)

mmol/mol kreat. pralnia chemiczna - - [89]

kwas trichlorooctowy 18 0,71÷15,76 (2,68) mmol/mol kreat.

pralnia chemiczna - - [89]

39 0,58 (0,27÷1,85)

µg/dm3 pralnia chemiczna 120

0,08 (0,01÷0,70) µg/dm3

[34]

55 2,7÷87,7 µg/dm3 pralnia chemiczna - - [90]

tetrachloroeten

tetrachloroeten

26 25,8 (5,1÷99,4) µg/dm3 pralnia chemiczna - - [91]

trichloroeten 5 9,32 µg/dm3 naraŜenie na trichloroetanol oraz

styren 120

0,41 (0,02÷3,64) µg/dm3

[34]

trichloroetanol 10 54,89 (0,38÷177,67)

mmol/mol kreat. pralnia chemiczna - - [89] trichloroeten

kwas trichlorooctowy 10 32,47 (1,33÷77,35)

mmol/mol kreat. pralnia chemiczna - - [89]

1-butanol 1-butanol 11 85 (40÷149) ng/cm3 drukarnia 10 68 (31÷77) ng/cm3 [92] eter dimetylowy

glikolu etylenowego kwas metoksyacetylowy 6

9,33 (5,7÷18,1) mg/g kreatyniny

zakłady elektroniczne 20 0,12 (0÷0,3) mg/g

kreatyniny [93]

10 3,9 (0,5÷34,0)

nmol/dm3 rafineria 9

1,6 (0,5÷4,0) nmol/dm3

[94] benzen

10 59,3 (3,0÷333)

nmol/dm3 konserwacja zbiorników towaro-

wych do ropy naftowej 9

0,8 (0,5÷2,0) nmol/dm3

[95]

148 2,147 (0,02÷9,96)

mg/dm3 zakłady chemiczne produkujące

izopropylobenzen i fenol - - [96]

33 244 (56÷1001) µg/dm3 stacja benzynowa - - [97] 31 0,14 mg/g kreatyniny laboratorium rafinerii

kwas trans, trans-mukoniowy

31 0,20 mg/g kreatyniny stacja benzynowa 34

0,04 mg/g kreaty-niny

[98]

benzen

kwas S-fenylomerkapturowy

33 4,0 (0,5÷10,3) µg/dm3 stacja benzynowa - - [97]


578

1,3,5-trimetylobenzen kwas 3,5-

dimetylobenzoesowy 4

40 (26÷58) mmol/mol kreatyniny

drukarnia - - [99]

kwas hipurowy 32 0,119÷2,10 g/g kreaty-

niny czyszczenie pras drukarskich - - [100]

toluen o-krezol 32

0,42÷4,01 g/g kreaty-niny

czyszczenie pras drukarskich - - [100]

diizocyjanian toluenu diizocyjanian 2,4-toluenu 81 4,5 (0,1÷47) µg/dm3 przemysł poliuretanowy 121 n.o. [101] 121 3,7 (0,1÷115) µg/dm3 przemysł poliuretanowy 121 n.o.

47 5,7 (1,4÷12,0) µmo-

l/mol kreatyniny stalownia (procesy koksownicze) 31

3,0 (0,5÷6,4) µmol/mol kreatyn-

iny [102]

19 0,85 µg/g kreatyniny roboty drogowe 22 0,49 µg/g kreaty-

niny [103]

170 [2]. 4,3 (1,7÷9,1) µmol/mol kreatyniny

zakłady koksownicze, zakłady produkujące elektrody grafitowe

oraz materiały ogniotrwałe - [3]. - [4]. [104]

255 6,68 (<LOD÷279,63) µg/g kreatyniny


oraz materiały ogniotrwałe - - [105]

163 0,69 (0,02÷33,6)

µmol/mol kreatyniny stocznia 129

0,04 (0,01÷0,28) µmol/mol kreaty-

niny [106]

56 0,15 µmol/mol kreaty-

niny garaŜe autobusowe, wywóz śmieci 38

0,05 µmol/mol kreatyniny

[107]

[1]. 1-hydroksypiren

11 21,3 (2,6÷67)

nmol/dm3 regeneracja gleby skaŜonej olejem

krezolowym - - [108]

170 8,1 (3,4÷18,1) µmo-

l/mol kreatyniny






[107] hydroksyfenantren

11 55,7 (20÷135)

nmol/dm3 regeneracja gleby skaŜonej olejem


wielopierścieniowe węglowodory aromatyczne

1-hydroksyfenantren 255 3,0 (0,16÷78,3) µg/g

kreatyniny




579

11 74 (12÷158) nmol/dm3 regeneracja gleby skaŜonej olejem


hydroksynaftalen 277

26,9 (<LOD÷499,2) µg/g kreatyniny


oraz materiały ogniotrwałe, desty-lacja smoły węglowej,

- - [109]

163 4,37 (0,26÷59,10) µmol/mol kreatyniny

stocznia 129 3,12 (0,35÷12,89) µmol/mol kreaty-

niny [106]

100 6,60 (0,26÷59,11) µmol/mol kreatyniny

stocznia - - [110] 2-hydroksynaftalen




[107]

8-hydroksy-2’-deoksyguanozyna

47 1,9 (1,4÷15,4) µmo-

l/mol kreatyniny stalownia (procesy koksownicze) 31

1,3 (1,0÷4,0) µmol/mol kreatyn-

iny [102]

diizocyjanian 4,4’-metylenobifenylu

diizocyjanian 4,4’-metylenobifenylu (MDI)

15 0,3÷78 µg/dm3 produkcja poliuretanu - - [111]

diizocyjanian 1,5-naftalenu

diizocyjanian 1,5-naftalenu

12 0,7÷81 µg/dm3 produkcja poliuretanu - - [111]

sewofluran 76 0,6 (n.w.÷18,50) µg/dm3 moczu

sala operacyjna - - [112] sewofluran

heksafluoroizopropanol 75 0,49 (n.w.÷6,83) µg/dm3 moczu

sala operacyjna - - [112]


580

Poziomy stęŜeń analitów z grupy związków organicznych w próbkach moczu ludzkiego

Obecność związków organicznych i metabolitów w próbkach moczu pracowników naraŜonych na toksyczne działanie tych związków jest dowodem na to, Ŝe związki te są wchłaniane do organizmu ludzkiego, a więc mogą być bezpośrednio przyczyną wystą-pienia ryzyka zachorowania. Oznaczane substancje toksyczne w moczu nie są bezpo-średnimi miernikami efektów szkodliwych, mogą jednak słuŜyć do przewidywania po-tencjalnych skutków zdrowotnych. Istnieje równieŜ w przypadku niektórych związków moŜliwość porównania otrzymanych stęŜeń z wartościami dopuszczalnych stęŜeń w materiale biologicznym. Dane na temat dopuszczalnych w warunkach ekspozycji prze-mysłowej stęŜeń substancji toksycznych bądź ich metabolitów są publikowane w postaci zaleceń przez róŜne organizacje międzynarodowe oraz instytucje odpowiedzialne za bezpieczne warunki pracy w poszczególnych krajach. Powszechnie uznanymi organi-zacjami publikującymi listy wartości liczbowych parametrów DSB ustalone na podstawie wyników badań naukowych są: • American Conference of Governmental Industrial Hygienists, • Deutsche Forschungsgemeinschaft [5].

W tabeli 3 przedstawiono dane literaturowe dotyczące oznaczanych poziomów stę-Ŝeń związków organicznych w próbkach moczu pracowników naraŜonych na ich tok-syczne działanie.

Podsumowanie

Zebrane dane pokazują, Ŝe próbki moczu mogą być źródłem waŜnych informacji niezbędnych do oceny naraŜenia zawodowego. Ponadto, analiza moczu w kontekście właśnie oceny naraŜenia charakteryzuje się nieinwazyjnym charakterem etapu pobierania próbek moczu w porównaniu np. z analizą próbek krwi. Opracowano równieŜ wiele metod pozwalających oznaczać związki organiczne w próbkach moczu [8].

Systematyczne wykonywanie oznaczeń związków organicznych z wykorzystaniem próbek moczu pracowników naraŜonych pozwala na śledzenie efektów ekspozycji na te związki. Tylko w przypadku niektórych związków organicznych zostały opracowane wartości liczbowe parametru DSB, a więc oznaczone stęŜenia związków organicznych w moczu, dla których brak wartości liczbowych parametru DSB, mogą słuŜyć jedynie jako ewentualny wskaźnik naraŜenia na dany związek, ale bez moŜliwości oceny stopnia ryzyka, jakie wywołuje. Jednak pomimo tego ograniczenia, wykorzystanie próbek biolo-gicznych moŜe dostarczyć cennych informacji na temat zagroŜeń związanych ze stanowi-skiem pracy.


581

Spis skrótów i akronimów

skrót/akronim termin w j ęzyku angielskim termin w języku polskim

AED Atomic Emission Detector Detektor emisji atomowej

DAD Diode Array Detector Detektor z matrycą fotodiodową

DSB - Dopuszczalne stęŜenie w materiale biolo-gicznym

ECD Electron Capture Detector Detektor wychwytu elektronów EIA Enzym Immunoassay Metoda immunoenzymatyczna FID Flame Ionization Detector Detektor płomieniowo-jonizacyjny FMD FluoroMetric Detector Detektor fluorometryczny FSD Flame Spectrophotometric Detector Detektor spektrofotometryczny

FTIR Fourier Transform Infrared Spectroscopy Spektroskopia z transformacją Fouriera w podczerwieni

GC Gas Chromatography Chromatografia gazowa

GC-MS Gas Chromatography-Mass Spectrometry Chromatografia gazowa sprzęŜona ze spektrometrią mas

GC×GC Comprehensive Two-Dimensional Gas Chromatography

Dwuwymiarowa chromatografia gazowa

HPLC High Performance Liquid Chromatography Wysokosprawna chromatografia cieczowa

HPTLC High Performance Thin Layer Chromatogra-phy

Wysokosprawna chromatografia cienko-warstwowa

HS Headspace Technika analizy fazy nadpowierzchnio-wej (w układzie statycznym)

LC-MS Liquid chromatography-Mass Spectrometry Chromatografia cieczowa sprzęŜona ze spektrometrią mas

LLE Liquid-liquid Extraction Ekstrakcja w układzie ciecz-ciecz LOD Limit of Detection Granica wykrywalności NDS - Największe dopuszczalne stęŜenie n.w. - Nie wykryto

NPD Nitrogen/Phosphorous Detector Detektor azotowo-fosforowy (detektor termojonowy)

PDMS polydimethylsiloxane Polimetylosiloksan RIA Radioimmunoassay Radioimmunoanaliza

SBSE Stir Bar Sorptive Extraction Ekstrakcja sorpcyjnym prętem mieszają-cym

SPE Solid Phase Extraction Ekstrakcja do fazy stałej SPME Solid Phase Microextraction Mikroekstrakcja do fazy stacjonarnej

TLHS Thin-Layer Headspace Analiza fazy nadpowierzchniowej nad cienkim filmem cieczy z generacją stru-mienia ciekłego sorbentu

UV Ultra Violet Zakres nadfioletu VIS Visible (Radiation) Promieniowanie w zakresie widzialnym

WWA Polycyclic Aromatic Hydrocarbons Wielopierścieniowe węglowodory aroma-tyczne

Literatura

[1] Toksykologia: podręcznik dla studentów, lekarzy i farmaceutów, W. Seńczuk [red.]. PZWL, Warszawa 2002.

[2] Sapota A.: Podstawy i Metody Oceny Środowiska Pracy, 2002, 2, 179-208. [3] www.ietu.katowice.pl/wpr/Dokumenty/Materiały_szkoleniowe/Szkol2/10-smoik.pdf


582

[4] Kawaguchi M., Ishii Y., Sakui N., Okanouchi N., Ito R., Saito K. i Nakazawa H.: Anal. Chim. Acta, 2005, 533, 57-65.

[5] Monitoring biologiczny naraŜenia na czynniki chemiczne w środowisku pracy, M. Jakubowski [red.]. Ofic. Wyd. Instytutu Medycyny Pracy im. prof. dr med. J. Nofera, Łódź 1997.

[6] Polkowska ś., Kozłowska K., Namieśnik J. i Przyjazny A.: Crit. Rev. Anal. Chem., 2004, 34, 105-119. [7] Angerer J., Ewers U. i Wilhelm M.: Int. J. Hyg. Environ. Health, 2007, 210, 201-228. [8] Jakubowski M. i Trzcinka-Ochocka M.: J. Occup. Health, 2005, 47, 22-48. [9] Jakubowski M., Starek A., Ludwicki J.K., Knapek R. i Barański B.: Słownik terminów stosowanych

w toksykologii. Wyd. „Secesja”, Kraków 1994. [10] Arcury T.A., Quandt S.A., Barr D.B., Hoppin J.A., McCauley L., Grzywacz J.G. i Robson M.G.: Envi-

ron. Health Perspect., 2006, 114, 923-928. [11] Toksykologia współczesna, W. Seńczuk [red.]. PZWL, Warszawa 2005. [12] Näsänen R., Kaukiainen A., Hero V., Päällysaho J., Müller K., Hari R., Akila R. i Sainio M.: Environ.

Toxicol. Pharmacol., 2005, 19, 497-504. [13] Iregren A., Andersson M. i Nylén P.: Neurotoxicology, 2002, 23, 719-733. [14] Kawai T., Miyama Y., Horiguchi S., Sakamoto K., Zhang Z.-W., Higashikawa K. i Ikeda M.: Int. Arch.

Occup. Environ. Health, 2000, 73, 449-456. [15] Jakubowski M.: Principles and Methods of Assessing the Walking Environment, 2006, 21, 109-129. [16] Perico A., Cassinelli C., Brugnone F., Bavazzano P. i Perbellini L.: Int. Arch. Occup. Environ. Health,

1999, 72, 115-120. [17] Ott M.G., Diller W.F. i Jolly A.T.: Crit. Rev. Toxicol., 2003, 33, 1-59. [18] Mundt K.A., Birk T. i Burch M.T.: Int. Arch. Occup. Environ. Health, 2003, 76, 473-491. [19] Jacob J. i Seidel A.: J. Chromatogr. B, 2002, 778, 31-47. [20] Muniz J., McCauley L., Scherer J., Lasarev M., Koshy M., Kow Y.W., Nazar-Stewart V. i Kisby G.E.:

Toxicol. Appl. Pharm., 2008, 227, 97-107. [21] Hogenboom A.C., Niessen W.M.A. i Brinkman U.A.Th.: J. Sep. Sci., 2001, 24, 331-354. [22] Crespin M.A., Gallego M. i Valcarcel M.: J. Chromatogr. B, 2002, 773, 89-96. [23] Nowe horyzonty i wyzwania w analityce i monitoringu środowiskowym, J. Namieśnik [red.]. Centrum

Doskonałości Analityki I Monitoringu Środowiskowego, Gdańsk 2003. [24] John H., Worek F. i Thiermann H.: Anal. Bioanal. Chem., 2008, 391, 97-116. [25] Möller K., Crescenzi C. i Nilsson U.: Anal. Bioanal. Chem., 2004, 378, 197-204. [26] Szukalski B.: Alkoholizm i Narkomania, 2001, 1, 151-163. [27] Rossi D.T. i Zhang N.: J. Chromatogr. A, 2000, 885, 97-113. [28] Witkiewicz Z.: Podstawy chromatografii. WNT, Warszawa 2005. [29] Hennion M.-C.: J. Chromatogr., A, 1999, 856, 3-54. [30] Sabik H., Jeannot R. i Rondeau B.: J. Chromatogr. A, 2000, 885, 217-236. [31] Caro J. i Gallego M.: Environ. Sci. Technol., 2008, 42, 5002-5007. [32] Vas G. i Vekey K.: J. Mass Spectrom., 2004, 39, 233-254. [33] Kłys M. i Bujak-GiŜycka B.: Arch. Med. Sąd. Kryminol., 2000, 2, 115-125. [34] Poli D., Manini P., Andreoli R., Franchini I. i Mutti A.: J. Chromatogr. B, 2005, 820, 95-102. [35] Cháfer-Pericás C., Campíns-Falcó P. i Herráez-Hernández R.: Anal. Biochem., 2004, 333, 328-335. [36] Raikos N., Christopoulou K., Theodoridis G., Tsoukali H. i Psaroulis D.: J Chromatogr. B, 2003, 789,

59-63. [37] Gallardo E., Barroso M., Margalho C., Cruz A., Vieira D.N. i López-Rivadulla M.: J. Chromatogr. B,

2006, 832, 162-168. [38] Tsoukali H., Theodoridis G., Raikos N. i Grigoratou I.: J. Chromatogr. B, 2005, 822, 194-200. [39] Beltran J., López F.J. i Hernández F.: J. Chromatogr., A, 2000, 885, 389-404. [40] Baltussen E., Sandra P., David F. i Cramers C.: J. Micro Sep., 1999, 11, 737-747. [41] Kawaguchi M., Ito R., Saito K. i Nakazawa H.: J. Pharmacol. Biom. Anal., 2006, 40, 500-508. [42] Furuki K., Ukai H., Okamoto S., Takada S., Kawai T., Miyama Y., Mitsuyoshi K., Hang Z.W.,

Higashikawa K. i Ikeda M.: Int. Arch. Occup. Environ. Health, 2000, 73, 221-227. [43] Polkowska ś., Kozłowska K., Konieczka P., Jakubowska N., Górecki T. i Namieśnik J.: Chem. Anal.,

2006, 51, 109-121. [44] Jakubowska N., Polkowska ś., Kujawski W., Konieczka P. i Namieśnik J.: Anal. Bioanal. Chem., 2007,

388, 691-698. [45] Jönsson J.Å. i Mathiason L.: LC-GC North America, 2003, 21, 424-438.


583

[46] Kujawski W.: Sep. Sci. Technol., 2000, 35, 89-108. [47] Kujawski W.: Pol. J. Chem. Technol., 2003, 5, 1-7. [48] Beyer A. i Biziuk M.: Ecol. Chem. Eng., 2007, 14, 291-313. [49] Caro J., Serrano A. i Gallego M.: J. Chromatogr. B, 2007, 848, 277-282. [50] Zastosowanie metod chromatograficznych, Bielicka-Daszkiewicz [red.]. Wyd. Politech. Poznańskiej,

Poznań 2005. [51] Maštovská K. i Lehotay S.J.: J. Chromatogr. A, 2003, 1000, 153-180. [52] Niessen W.M.A. i Tinke A.P.: J. Chromatogr. A, 1995, 703, 37-57. [53] Ragunathan N., Krock K.A., Klawun C., Sasaki T.A. i Wilkins C.E.: J. Chromatogr. A, 1995, 703,

335-382. [54] Stee L.L.P. i Brinkman U.A.Th.: Trends Anal. Chem., 2002, 21, 618-626. [55] Šperlingová I., Dabrowská L., Stránský V. i Kučera J.: Anal. Bioanal. Chem., 2007, 387, 2419-2424. [56] Preuss R., Drexler H., Böttcher M., Wilhelm M., Brüning T. i Angerer J.: Int. Arch. Occup. Environ.

Health, 2005, 78, 355-362. [57] Spangenberg B., Ahrens B. i Klein K.-F.: Chromatographia, 2001, 53, 438-441. [58] Fenske M.: Chromatographia, 1997, 44, 50-54. [59] Freesemann A.G., Bhutani L.K., Jacob K. i Doss M.O.: Arch. Dermatol. Res., 1997, 289, 272-276. [60] Polkowska ś., Kozłowska K., Mazerska Z., Górecki T. i Namieśnik J.: Chemosphere, 2003, 53,

899-909. [61] Pragst F.: Anal. Bioanal. Chem., 2007, 388, 1393-1414. [62] Christensen J. M., Rasmussen K. i Køppen B.: J. Chromatogr., 1988, 442, 317-323. [63] Otsuka M., Harada N., Itabashi T. i Ohmori S.: Alcohol, 1999, 17, 119-124. [64] Passarelli M.M., Paolielo M.M.B., Matsuo T., Turin C.A., i Nascimento E.S.: Sci. Total Environ., 1999,

243-244, 349-352. [65] Lee X.-P., Kumazawa T., Sato K., Watanabe K., Seno H. i Suzuki O.: Analyst, 1998, 123, 147-150. [66] Kouniali A., Cicolella A., Gonzalez-Flesca N., Dujardin R., Gehanno J.-F. i Bois F.Y.: Sci. Total Envi-

ron., 2003, 308, 73-82. [67] Kostrzewski P., Wiaderna-Brycht A. i Czerski B.: Sci. Total Environ., 1997, 199, 73-81. [68] B’Hymer C., Cheever K.L., Butler M.A. i Brown K.K.: J. Chromatogr. B, 2003, 795, 145-150. [69] Stopforth A., Burger B.V., Crouch A.M. i Sandra P.: J. Chromatogr. B, 2006, 834, 134-140. [70] Kawaguchi M., Sakui N., Okanouchi N., Ito R., Saito K., Izumi S., Makino T. i Nakazawa H.: J. Chro-

matogr. B, 2005, 820, 49-57. [71] Kawaguchi M., Inoue K., Sakui N., Ito R., Izumi S., Makino T., Okanouchi N. i Nakazawa H.:

J. Chromatogr. B, 2004, 799, 119-125. [72] Accorsi A., Morrone B., Benzo M., Gandini C., Raffi G.B. i Violante F.S.: J. Chromatogr. A, 2005,

1071, 131-134. [73] Kawaguchi M., Ito R., Hayatsu Y., Nakata H., Sakui N., Okanouchi N., Saito K., Yokota H., Izumi S.,

Makino T. i Nakazawa H.: J. Pharmacol. Biomed. Anal., 2006, 40, 82-87. [74] Kawaguchi M., Inoue K., Yoshimura M., Ito R., Sakui N., Okanouchi N. i Nakazawa H.:

J. Chromatogr. B, 2004, 805, 41-48. [75] Wahl H.G., Hoffmann A., Luft D. i Liebich H.M.: J. Chromatogr. A, 1999, 847, 117-125. [76] Grimmer G., Dettbarn G., Seidel A. i Jacob J.: Sci. Total Environ., 2000, 247, 81-90. [77] Smith C.J., Huang W., Walcott C.J., Turner W., Grainger J. i Patterson Jr D.G.: Anal. Bional. Chem.,

2002, 372, 216-220. [78] Tienpont B., David F., Benijts T. i Sandra P.: J. Pharmacol. Biomed. Anal., 2003, 32, 569-579. [79] Li H., Krieger R.I. i Li Q.X.: Sci. Total Environ., 2000, 257, 147-153. [80] Holm A., Molander P., Lundanes E., Øvrebø S. i Greibrokk T.: J. Chromatogr. B, 2003, 794, 175-183. [81] Neng N.R., Cordeiro C.A.A. Freire A.P. i Nogueira J.M.F.: J. Chromatogr. A, 2007, 1169, 47-52. [82] Borner K., Hartwig H. i Lode H.: Chromatographia, 2000, 52, 105-107. [83] Qin Y., Wang X.B., Wang C., Zhao M., Wu M.T., Xu Y.X. i Peng S.Q.: J. Chromatogr. B, 2003, 794,

193-203. [84] Thevis M., Schebalkin T., Thomas A. i Schänzer W.: Chromatographia, 2005, 62, 435-439. [85] Laloup M., del Mar Ramirez Fernandez M., Wood M., Maes V., Boeck G.D., Vanbeckevoort Y.

i Samyn N.: Anal. Bioanal. Chem., 2007, 388, 1545-1556. [86] Green R., Hauser R., Calafat A.M., Weuve J., Schettler T., Ringer S., Huttner K. i Hu H.: Environ.

Health Perspect., 2005, 113, 1222-1225.


584

[87] Itoh H., Yoshida K. i Masunaga S.: Int. J. Hyg. Environ. Health, 2005, 208, 237-245. [88] Silva M.J., Slakman A.R., Reidy J.A., Preau Jr. J.L., Herbert A.R., Samandar E., Nedham L.L.

i Calafat A.M.: J. Chromatogr. B, 2004, 805, 161-167. [89] Skender L.J., Karacić V. i Prpić-Majić D.: Arch. Environ. Health, 1991, 46, 174-178. [90] Imbriani M., Ghittori S., Pezzagno G. i Capodaglio E.: Arch. Environ. Health, 1988, 43, 292-298. [91] Gobba F., Righi E., Fantuzzi G., Roccatto L., Predieri G. i Aggazzotti G.: J. Occup. Environ. Med.,

2003, 45, 1152-1156. [92] Kawai T., Okada Y., Odachi T., Horiguchi S., Zhang Z.-W., Moon C.-S., Furuki K., Ukai H., Inui S.

i Ikeda M.: Int. Arch. Occup. Environ. Health, 1997, 69, 266-272. [93] Yokota K., Ikeda N., Johyama Y., Michitsuji H. i Yamada S.: Int. Arch. Occup. Environ. Health, 2005,

78, 650-654. [94] Bråtveit M., Kirkeleit J., Hollund B.E. i Moen B.E.: Ann. Occup. Hyg., 2007, 51, 487-494. [95] Kirkeleit J., Riise T., Bråtveit M., Pekari K., Mikkola J. i Moen B.E.: Chem-Biol. Interact., 2006, 164,

60-67. [96] Panev T., Popov T., Georgieva T. i Chohadjiva D.: Int. Arch. Occup. Environ. Health, 2002, 75,

97-100. [97] Carrieri M., Bonfiglio E., Scapellato M.L., Macca I., Tranfo G., Faranda P., Paci E. i Bartolucci G.B.:

Toxicol. Lett., 2006, 162, 146-152. [98] Chanvaivit S., Navasumrit P., Hunsonti P., Autrup H. i Ruchirawat M.: Mutat. Res., 2007, 626, 79-87. [99] Kawai T., Okada Y., Odachi T., Horiguchi S., Zhang Z.-W., Moon C.-S., Furuki K., Ukai H., Inui S.

i Ikeda M.: Int. Arch. Occup. Environ. Health, 1997, 69, 266-272. [100] Zavalić M., Mandić Z., Turk R., Bogadi-Šare A., Plavec D. i Skender L.J.: Int. Arch. Occup. Environ.

Health, 1998, 71, 194-200. [101] Sennbro C.J., Lindt C.H., Tinnerberg H., Welinder H., Littorin M. i Jönsson B.A.G.: Scand. J. Work

Environ. Health, 2004, 30, 371-378. [102] Liu A.-L., Lu W.-Q., Wang Z.-Z., Chen W.-H., Lu W.-H., Yuan J., Nan P.-H., Sun J.-Y., Zhou L.-H.,

Zhang C. i Wu T.-C.: Environ. Health Perspect., 2006, 114, 673-677. [103] Cavallo D., Ursini C.L., Bavazzano P., Cassinelli C., Frattini A., Perniconi B., Di Francesco A., Ciervo

A., Rondinone B. i Iavicoli S.: Ann. Occup. Hyg., 2006, 50, 211-218. [104] Rihs H.-P., Pesch B., Kappler M., Rabstein S., Roßbach B., Angerer J., Scherenberg M., Adams A.,

Wilhelm M., Seidel A. i Brüning T.:, Toxicol. Lett., 2005, 157, 241-255. [105] Rossbach B., Preuss R., Letzel S., Drexler H. i Angerer J.: Int. Arch. Occup. Environ. Health, 2007, 81,

221-229. [106] Kim H., Cho S.-H., Kang J.-W., Kim Y.-D., Nan H.-M., Lee C.-H. i Lee H.: Int. Arch. Occup. Environ.

Health, 2001, 74, 59-62. [107] Kuusimäki L., Peltonen Y., Mutanen P., Peltonen K. i Savela K.: Int. Arch. Occup. Environ. Health,

2004, 77, 23-30. [108] Elovaara E., Mikkola J., Mäkelä M., Paldanius B. i Priha E.: Toxicol. Lett., 2006, 162, 158-163. [109] Preuss R., Drexler H., Böttcher M., Wilhelm M., Brüning T. i Angerer J.: Int. Arch. Occup. Environ.

Health, 2005, 78, 355-362. [110] Kim H., Cho S.-H., Kang J.-W., Kim Y.-D., Nan H.-M., Lee C.-H. i Lee H.: Int. Arch. Occup. Environ.

Health, 2001, 74, 59-62. [111] Sennbro C.J., Lindt C.H., Tinnerberg H., Welinder H., Littorin M. i Jönsson B.A.G.: Scand. J. Work

Environ. Health, 2004, 30, 371-378. [112] Accorsi A., Morrone B., Domenichini I., Valenti S., Raffi G.B. i Violante F.S.: Int. Arch. Occup. Envi-

ron. Health, 2005, 78, 369-378.


585

URINE AS A SOURCE OF INFORMATION ON ACCUPATIONAL EX POSURE TO ORGANIC COMPOUNDS - A REVIEW

Summary: Information about the possibility of employing human urine samples as a material for analytical research directed toward obtaining information on occupational exposure to organic compounds was pre-sented. Most compounds have toxic action, what generates high risk of occupational disease. Therefore it is very important to use the biological monitoring to assess occupational exposure. Techniques of isolation and/or enrichment of organic compounds and their metabolites from the urine samples, techniques used to determine organic compounds in the extracts are presented and discussed.

Keywords: urine, biomarkers, pretreament of samples, occupational exposure

SKŁAD MOCZU JAKO ŹRÓDŁO INFORMACJI O NARA...

Documents

Transcript of SKŁAD MOCZU JAKO ŹRÓDŁO INFORMACJI O NARA...