Rozwój, różnicowanie się i skład komórek włókna lnianego · ków nie posiada) [1]. Z kolei...

416 www.postepybiochemii.pl

Marta Preisner

Wioleta Wojtasik

Jan Szopa

Anna Kulma

Wydział Biotechnologii, Uniwersytet Wro-cławski, Wrocław

Wydział Biotechnologii, Uniwersytet Wrocławski, ul. Przybyszewskiego 63/77, 51-148 Wrocław; tel.: (71) 375 63 26, e-mail: [email protected]

Artykuł otrzymano 26 sierpnia 2015 r.Artykuł zaakceptowano 22 października 2015 r.

Słowa kluczowe: skład ściany komórkowej, różnicowanie się włókna lnianego, właściwo-ści włókna lnianego, len, Linum usitatissimum

Wykaz skrótów: PSC — pierwotna ściana ko-mórkowa; WSC — wtórna ściana komórkowa; CesA — kompleks syntaz celulozy; XG — ksy-loglukan; XXT — ksylozylotransferaza; HG — homogalakturonian; RG-I i RG-II — ramnoga-lakturonian I i II; PMEs — metyloesterazy pek-tynowe; PG — egzo- i endopoligalakturonazy; 4CL — ligaza hydroksycynamoilo:CoA; CAD — dehydrogenaza alkoholu hydroksycyna-monowego; SAD — dehydrogenaza alkoholu sinapylowego; C4H — hydroksylaza kwasu cynamonowego; WAK (ang. wall-associated ki-nase) — kinazy związane ze ścianą komórko-wą; THE (ang. receptor-like protein kinase THE-SEUS 1) — kinazy podobne do receptora białka THESEUS 1; FEI (ang. LRR receptor-like serine/threonine-protein kinase FEI) — kinazy podob-ne do receptora LPR seryny/treoniny białka FEI; COBRA (ang. GPI-anchor protein) — biał-ka COBRA zakotwiczone w błonie związane z GPI; PERK (ang. pro-rich extensin-like receptor kinase) — kinazy receptora bogatego w prolinę, podobne do ekstensyny; MYB — białka zawie-rające domenę wiążącą bogatą w motyw AC; SND — białka związane z WSC zawierające domenę NAC; NST — czynniki wzrostu WSC zawierające domenę NAC

Podziękowania: Praca częściowo finansowana przez granty badawcze Narodowego Centrum Nauki nr. 2012/06/A/NZ1/00006 oraz nr. 2014/15/N/NZ9/00444.

Rozwój, różnicowanie się i skład komórek włókna lnianego

STRESZCZENIE

Włókno lniane wywodzi się z wiązek przewodzących, należy do tkanki wzmacniającej, a jego skład ogranicza się do ściany komórkowej. Tym, co decyduje o jego właściwo-

ściach jest właśnie kompozycja, czyli w praktyce kompozycja wtórnej ściany komórkowej. Składają się na nią cztery główne polimery, które stanowią ok. 90% składu włókna: celuloza, hemicelulozy, pektyny, ligniny oraz szereg metabolitów drugorzędowych, białek, wosków i związków nieorganicznych. Ściana komórkowa jest strukturą o dużej złożoności, zarówno składu jak i wzajemnych oddziaływań poszczególnych elementów między sobą. Jest to de-terminowane przez różnicowanie się i rozwój komórek, a także czynniki środowiskowe, stresy biotyczne i abiotyczne. Molekularne podstawy tych procesów, jak i mechanizmy re-gulujące syntezą i rearanżacją wtórnej ściany komórkowej są obecnie intensywnie badane. W tej pracy zebrano i przedstawiono najnowsze doniesienia o rozwoju, składzie i metaboli-zmie składników ściany komórkowej włókna lnianego wraz z molekularnymi podstawami tych procesów.

WPROWADZENIE — DLACZEGO LEN?

Len zwyczajny (Linum usitatissimum L.) jest najczęściej uprawianą rośliną włóknistą w umiarkowanej strefie klimatycznej. Roślina ta posiada kilka szcze-gólnych cech, które czynią ją niezwykle wartościową, przede wszystkim daje dwa produkty użytkowe: włókno i nasiona. Włókno lniane jest jednym z naj-mocniejszych pośród naturalnych włókien (bardziej wytrzymałe na rozciąganie od bawełny). Cechuje się również bardzo wysoką chłonnością wody oraz jest bogate w związki o charakterze przeciwutleniającym (bawełna takich związ-ków nie posiada) [1]. Z kolei nasiona, a w konsekwencji olej lniany, są źródłem kwasów tłuszczowych wielonienasyconych z grupy ω-3, witamin A i E oraz li-gnanów. Len nie jest już postrzegany tylko jako źródło tkaniny na ubrania lub pościel, czy jadalnego oleju. Wraz z rozwojem cywilizacji i zaawansowanej tech-nologii, obserwowany jest wzrost zapotrzebowania na nowe źródła surowców biodegradowalnych czy różnych towarów zgodnych z ogólnie przyjętymi za-sadami proekologicznymi. Aby sprostać tym wyzwaniom, w ostatnich latach została przeprowadzona bądź zainicjowana ogromna liczba badań, a len może być potencjalnym źródłem przyjaznych środowisku, naturalnych surowców przemysłowych. Obecnie len dostarcza surowca dla przemysłu spożywczego, tekstylnego, chemicznego, kosmetycznego, motoryzacyjnego oraz papiernicze-go [1,2]. Znaczenie upraw lnu jest szczególnie istotne w krajach, w których ze względu na uwarunkowania klimatyczne, bawełna nie może być uprawiana, tj. w klimacie umiarkowanym. Włókno lniane nie jest niestety pozbawione wad. Z uwagi na obecność lignin jest stosunkowo sztywne, trudne w obróbce, a tkanina łatwo się gniecie. Ponadto, sam proces otrzymania włókna jest czasochłonny, a jakość włókna zależy od szeregu czynników. W związku z tym, istotne jest, aby dokładnie poznać skład i strukturę włókna lnianego oraz zidentyfikować enzymy (i kodujące je geny) zaangażowane w proces biosyntezy włókna, aby skutecznie tworzyć nowe odmiany roślin o precyzyjnie ulepszonych właściwo-ściach dedykowane konkretnym zastosowaniom.

STRUKTURA I SKŁAD WŁÓKNA LNIANEGO

POCHODZENIE I ROZWÓJ WŁÓKNA LNIANEGOZgodnie z pochodzeniem botanicznym, włókno lniane jest włóknem łodygi,

podobnie jak włókna juty, konopi przemysłowych, ketmii konopiowatej, ramii i bambusa. Włókno lniane pochodzi z komórek łyka i jest zlokalizowane na obwo-dzie łodygi, pod warstwą epidermy i komórek parenchymy (Ryc. 1). Pojedyncza komórka włókna lnianego ma wydłużony, cylindryczny kształt oraz zgrubiałą ścianę komórkową i zanikający w trakcie rozwoju protoplast. Średnia długość wynosi 27 mm, ale wartość ta waha się od 9 do nawet 70 mm, natomiast średnia szerokość takiej komórki to 23 µm [3]. Przekrój poprzeczny rozwijających się ko-

Postępy Biochemii 61 (4) 2015 417

mórek włókna ukazuje ich poligonalny lub okrągły kształt (Ryc. 1).

Rozwój komórek włókna jest podzielony na trzy etapy: różnicowanie się, wydłużanie oraz grubienie ściany ko-mórkowej [4]. Po podziale komórek i specyfikacji, komórki włókna zaczynają się wydłużać i odróżniać od siebie. Pro-ces wzrostu jest znacznie dłuższy niż w przypadku innych rodzajów komórek w łodydze, co umożliwia komórkom włókien osiągnięcie ich niezwykłej długości [4]. Podczas tego etapu protoplast stopniowo zanika. Kiedy komórki zakończą już wzrost, ostatnim etapem jest intensywne po-grubienie ściany komórkowej z równoczesnym ciągłym zanikaniem protoplastów. W ten sposób komórki włókna osiągają swój stan dojrzałości, ze stosunkowo grubą ścianą komórkową i małym światłem komórki. Po dojrzewaniu i zbiorze roślin to, co pozostaje z komórki włókna, to ściana komórkowa — struktura, tworząca włókno lniane.

FORMOWANIE SIĘ ŚCIANY KOMÓRKOWEJ

Pierwsza warstwa ściany komórkowej, która powstaje jeszcze w trakcie podziału komórki, to płytka równikowa pomiędzy potomnymi komórkami. Płytka ta jest produ-kowana z pęcherzyków aparatu Golgiego, które zlewając się, wyrzucają swoją zawartość. W ten sposób tworzy się również nowa błona komórkowa. Kolejno powstaje blasz-ka środkowa, a z początkiem różnicowania się komórek jest syntetyzowana pierwotna ściana komórkowa (PSC). Struktura ściany komórkowej jest stale modyfikowana w celu dostosowania jej do stadium rozwoju oraz stresów bio-tycznych i abiotycznych. W wielu rodzajach komórek ścia-na pierwotna jest wzmocniona i pogrubiona przez dodanie wtórnej ściany komórkowej (WSC) [5].

W czasie wzrostu i różnicowania się komórek, nowy ma-teriał budulcowy ściany jest odkładany w pobliżu błony komórkowej, a starsze warstwy ściany są przesuwane na zewnątrz, w stronę blaszki środkowej. W ten sposób skład i struktura ściany komórkowej nie są jednolite, a każda war-stwa może mieć inny skład chemiczny i budowę przestrzen-ną. Innymi słowy, sam proces syntezy ściany komórkowej przebiega w sposób, który umożliwia olbrzymie zróżnico-wanie w kompozycji i aranżacji nawet w obrębie komórki, zapewnia różnorodność i elastyczność składu w zależno-ści od zmiennych czynników środowiskowych i regulato-rowych, a także wyznacza samą dynamikę syntezy [5,6]. Uważa się, że poszczególne elementy nie są syntetyzowane jednocześnie, a na różnych etapach życia komórki, i tak np.

pektyny są syntetyzowane na wczesnych etapach rozwoju komórki, a co za tym idzie, najwięcej jest ich w blaszce środ-kowej oraz PSC. Synteza celulozy i hemiceluloz rozpoczyna się w późniejszych etapach, a ich największa akumulacja jest we WSC. Najpóźniej rozpoczyna się produkcja lignin i one jako ostatnie są wbudowywane w strukturę ściany ko-mórkowej [5].

CHARAKTERYSTYKA BLASZKI ŚRODKOWEJ

Blaszka środkowa znajduje się pomiędzy pierwotnymi ścianami komórkowymi przylegających komórek roślin-nych. Jest cienka, ma od 0,5 do 1,5 µm grubości i jest zbu-dowana z pektyn, które w trakcie różnicowania mogą być wzbogacone w niewielką ilość lignin [7]. Pektyny blaszki środkowej są bogato usieciowione jonami magnezu i wap-nia, tworząc sole kwasów uronowych. Jej podstawową funk-cją jest spajanie komórek oraz zapewnienie przekazywania sygnałów pomiędzy poszczególnymi komórkami [5]. Jest ona podatna na trawienie enzymatyczne przez poligalak-turonazy i inne enzymy degradujące pektyny, pochodzenia zarówno roślinnego, jak i grzybowego [8,9]. Blaszka środko-wa jest rozkładana w procesach termicznych (gotowanie), ulega również częściowemu rozpuszczeniu w zasadach.

CHARAKTERYSTYKA PIERWOTNEJ ŚCIANY KOMÓRKOWEJ

Pierwotna ściana komórkowa jest usytuowana najbar-dziej na zewnątrz komórki, w lnie ma grubość jedynie ok. 0,2 µm [5,7]. Najważniejsze funkcje pełni w rosnących ko-mórkach, gdyż poprzez mobilność i zdolność do poddawa-nia się turgorowi komórki umożliwia wzrost, nadaje kształt oraz zapewnia integralność. Bierze również udział w adhe-zji komórek i przekazywaniu sygnałów pomiędzy komór-kami. Jest strukturą elastyczną i wysoce uwodnioną, a jej charakterystyczny skład przekłada się na pełnione funkcje.

PSC jest zbudowana z wielocukrów (nawet do 90%), po-śród których dominują pektyny. Brak jest w niej natomiast lignin, jednak niektóre źródła podają, że w PSC można zna-leźć śladowe ilości lignin [6,7]. W porównaniu do WSC, PSC jest uboższa w celulozę i hemicelulozy, a mikrofibryle ce-lulozowe mają niską masę cząsteczkową w porównaniu do celulozy we WSC [6]. Procentowy udział poszczególnych wielocukrów w suchej masie jest zróżnicowany i zależy nie tylko od gatunku, odmiany, ale nawet od tkanki. Lniana PSC należy do typu I, do którego należą wszystkie rośliny dwuliścienne oraz część roślin jednoliściennych. Ten typ ściany jest bogaty w pektyny, a celuloza i hemicelulozy wy-stępują w porównywalnej ilości. W łodydze (skąd pochodzi włókno), PSC jest stosunkowo bogata w celulozę, nawet do 33% suchej masy, pektyny (głównie homogalakturonian oraz ramnogalakturonian I i II) stanowią 30-40%, hemice-lulozy (przede wszystkim ksyloglukan oraz w niewielkich ilościach arabinoksylan i glukuronoarabinoksylan) stano-wią do 26%, a białka to od 2 do 10% PSC [6,10]. Luźno i nie-regularnie ułożone mikrofibryle celulozowe są usieciowio-ne hemicelulozami poprzez wiązania wodorowe, tworząc rusztowanie ściany, a wolne przestrzenie są wypełnione przez pektyny i niewielką ilość białek. Dzięki swej struktu-rze, celuloza pełni w PSC ważną rolę w nadawaniu komórce kierunku rozrostu. Białka obecne w PSC dzielą się na dwie

Rycina 1. Zdjęcie mikroskopowe przekroju poprzecznego łodygi lnianej. EP — epiderma; KP — kora pierwotna; WWL — wiązka włókna lnianego; FL — floem; WFL — wtórny floem; KS — ksylem; WKS — wtórny ksylem [89].


klasy: białka strukturalne i enzymatyczne. Te pierwsze są częścią szkieletu ściany komórkowej, podczas gdy białka enzymatyczne biorą udział w rearanżacji ściany komórko-wej i szlakach sygnalnych [6].

CHARAKTERYSTYKA WTÓRNEJ ŚCIANY KOMÓRKOWEJ

WSC jest charakterystyczna dla komórek, które przestały już rosnąć i dzielić się, przy czym nie występuje we wszyst-kich typach komórek. Otacza wyspecjalizowane komórki np. ksylemu czy komórki włókien. WSC, w odróżnieniu od PSC, dzieli się na trzy warstwy: S1, S2 i S3, a jej pod-stawowym budulcem jest celuloza, wzbogacona w hemi-celulozy i pektyny, a także ligniny, które nadają sztywność [11]. Dodatkowo, WSC zawiera niewielkie ilości związków o różnym pochodzeniu i charakterze chemicznym, które wpływają na jej właściwości mechaniczne i przepuszczal-ność. Należy zauważyć, że S1, S2 i S3 różnią się proporcjami pomiędzy poszczególnymi składowymi oraz orientacją mi-krofibryli celulozowych. Te trzy warstwy mogą być mody-fikowane w okresie dojrzewania komórek w zależności od warunków środowiskowych.

S1 jest najcieńszą spośród warstw WSC, ma grubość ok. 0,1 do 0,35 µm. Mikrofibryle celulozowe są w niej zorga-nizowane w taki sposób, że z główną osią włókna tworzą bardzo duży kąt (60–80°) [7]. Często jest postrzegana jako warstwa przejściowa pomiędzy PSC a WSC. Warstwą do-minującą w WSC jest S2, która stanowi ok. 75–85% całej WSC i to ta warstwa przede wszystkim jest odpowiedzial-na za mechaniczne właściwości włókna lnianego. Grubość warstwy S2 waha się od 1 do nawet 10 µm [11]. Mikrofibry-le celulozowe są w niej ułożone niemal równolegle do osi włókna, z niewielkim odchyleniem około 10–11°, które za-pewnia niezwykłą odporność takiej struktury na działanie sił zewnętrznych [7,12]. Najbardziej wewnętrzna warstwa WSC–S3, choć podobna w swej strukturze do S1, jest jednak od niej nieco grubsza, ma od 0,5 do 1,1 µm [7].

CHARAKTERYSTYKA POLIMERÓW ŚCIANY KOMÓRKOWEJ

Dojrzałe włókno lniane, będące surowcem technolo-gicznym, to w rzeczywistości ściana komórkowa, w skład której poza celulozą, która stanowi ok. 65–70% suchej masy włókna, wchodzą jeszcze hemicelulozy (15%), pektyny oraz ligniny (razem 10–12%). Polimery te wspólnie tworzą sieć przestrzenną za pomocą różnego rodzaju wiązań chemicz-nych i oddziaływań fizycznych, co przekłada się na wytrzy-małość i odporność na stresy mechaniczne włókna lnianego. Ściana komórkowa włókna zawiera również śladowe ilości innych związków, takich jak cukry proste oraz metabolity szlaku fenylopropanoidowego, woski, sterole i niskoczą-steczkowe związki hydrofobowe oraz związki nieorganicz-ne (pozostałe 3–10%) [13,14].

Komórka roślinna modyfikuje strukturę ściany komórko-wej w odpowiedzi na wzrost, różnicowanie, warunki kli-matyczne i bodźce środowiskowe (zranienie, infekcja pato-genna, stres metaboliczny) jakim ulegają rośliny. Ilość skła-dowych polimerów we włóknie, proporcje pomiędzy nimi, skład monomerów, stopień rozgałęzienia i rodzaje wiązań

zależą od wielu czynników i są bardzo różne pomiędzy poszczególnymi gatunkami roślin, odmianami, a nawet w pojedynczej komórce. To zjawisko tłumaczy tak dużą róż-norodność pomiędzy właściwościami włókien naturalnych. Rośliny mają dużą zdolność dostosowania się do trudnych czy zmiennych warunków środowiska, przeciwstawienia się infekcjom patogennym, a także do konkurencji z innymi roślinami o światło, wodę i substancje odżywcze. W związ-ku z tym, ściana komórkowa podlega ciągłym modyfika-cjom, żeby dostosować swój skład i funkcje do odpowied-niego stadium w rozwoju rośliny czy do warunków środo-wiska [6].

CELULOZA

BUDOWA I FUNKCJE CELULOZY

Celuloza jest najpowszechniejszym biopolimerem w przyrodzie i głównym budulcem ścian komórkowych ro-ślin. Mikrofibryle celulozowe są zbudowane z nierozga-łęzionych łańcuchów β-1,4-glukanu i stabilizowane we-wnątrz- i zewnątrzcząsteczkowymi wiązaniami wodoro-wymi oraz oddziaływaniami sił Van der Waalsa (Ryc. 2) [6,15]. Pojedyncza mikrofibryla ma średnicę ok. 0,1 do 0,3 μm i wysoką masę molekularną.

W ścianie komórkowej celuloza jest obecna w dwóch konformacjach: amorficznej, o nieuporządkowanych, luźno ułożonych mikrofibrylach i krystalicznej, o wysoce upo-rządkowanej strukturze i równolegle ułożonych mikrofi-brylach (Ryc. 2) [16]. We wszystkich roślinach, naturalnie występuje tylko celuloza typu I, gdzie łańcuchy glukanowe mikrofibryli są ułożone równolegle [6]. Łańcuchy ułożone antyrównolegle tworzą celulozę typu II. Włókno lniane cha-rakteryzuje przesunięcie płaszczyzny osi mikrofibryl i osi włókna. Właśnie w celulozie krystalicznej oś mikrofibryli jest ułożona pod kątem ok. 10–11° w stosunku do osi włók-na [7,12]. Procentowy udział obszarów o strukturze krysta-licznej w całym biopolimerze celulozowym jest nazywany indeksem krystaliczności i w dużym stopniu determinuje właściwości fizyczne i mechaniczne włókna [16,17]. Obsza-ry krystaliczne są odporne na enzymatyczną i chemiczną degradację oraz zapewniają sztywność włókna [9]. Z kolei, im mniej obszarów krystalicznych w ścianie komórkowej, tym większa wytrzymałość zmęczeniowa, rozciągalność i odporność na uderzenia. Ponadto, ze spadkiem indeksu krystaliczności rośnie chłonność wody, gdyż amorficzna

Rycina 2. Schemat obrazujący syntezę celulozy wraz z niezbędnymi substratami i enzymami. Frc — fruktoza; UDP-glukoza — urydyno-5’-difosforan glukozy; UDP — urydyno-5’-difosforan; SUS — syntaza sacharozy; P — reszta fosfora-nowa [20].


celuloza przypomina swą strukturą gąbkę (przestrzenie pomiędzy niezorganizowanymi łańcuchami celulozy wiążą cząsteczki wody) [18]. Co więcej, liczba wolnych grup hy-droksylowych nadaje celulozie hydrofilowy charakter, co ma też wpływ na późniejsze mieszanie włókien lnianych z hydrofobowymi matrycami kompozytów [19]. Podsu-mowując, celuloza pełni w ścianie komórkowej rolę struk-turalną, będąc głównym budulcem i rusztowaniem ściany komórkowej, wokół którego pozostałe polimery są ułożone przestrzennie. Ponadto, celuloza nadaje ścianie wytrzyma-łość, determinując właściwości mechaniczne i fizykoche-miczne.

METABOLIZM CELULOZY

Kompleks syntaz celulozy (CesA) jest heksamerem o strukturze przypominającej rozetę. Każda z 6 podjedno-stek składa się z 6 mniejszych podjednostek, co sugeruje, że jednocześnie może być syntetyzowanych 36 łańcuchów glukanowych, które łączą się w jedną mikrofibrylę (Ryc. 2). Jednak ostatnie doniesienia wskazują, że część mikrofibryli może składać się z 18 lub nawet mniejszej liczby łańcuchów [20]. Ponadto, w modelowej roślinie rzodkiewnika pospoli-tego wyodrębniono dotychczas 10 genów odpowiadających różnym podjednostkom kompleksu CesA. Licznie prowa-dzone badania wskazują, że białka kodowane przez te geny pełnią różne funkcje. CesA1, CesA3 i CesA6 biorą udział w syntezie PSC, a CesA4, CesA7 i CesA8 odpowiadają za po-grubianie WSC w wiązkach przewodzących. Badania wy-kazały, że CesA9 uczestniczy w syntezie WSC w nasionach rzodkiewnika pospolitego. Natomiast białka CesA2 i CesA5 również częściowo uczestniczą w syntezie PSC, jednak nie są niezbędne, a ich dokładna funkcja nie jest jeszcze pozna-na, podobnie jak białka CesA10 [20].

Substratem do produkcji celulozy jest UDP-glukoza, któ-ra jest syntetyzowana przez pirofosforylazę UDP-glukozy lub syntazę sacharozy. Pirofosforylaza UDP-glukozy katali-zuje przeniesienie reszty UDP na cząsteczkę glukozy. Nato-miast syntaza sacharozy katalizuje zarówno proces syntezy sacharozy, jak i reakcję odwrotną, przeniesienie reszty UDP na glukozę pochodzącą z sacharozy (Ryc. 2) [15,20]. Synta-za sacharozy może być zintegrowana z kompleksem CesA lub może funkcjonować indywidualnie w cytoplazmie. Po-nadto, dwa dodatkowe enzymy zaangażowane w syntezę i fosforylację fosforanu sacharozy, to odpowiednio syn-taza fosforanu sacharozy i fosfataza fosforanu sacharozy. Upraszczając, dwie kolejno katalizowane przez te enzymy reakcje prowadzą do otrzymania UDP-glukozy i D-frukto-zo- 6-fosforanu z sacharozy [15,20].

W czasie wzrostu i rozwoju roślin dochodzi do reorga-nizacji ściany komórkowej oraz zmian w jej elastyczności i właściwościach, w zależności od organu czy tkanki. Re-aranżacja polimerów ściany komórkowej zachodzi na sku-tek działania wielu enzymów. Celuloza jest modyfikowana przez celulazy, do których m. in. należą β-1,4-glukanazy [21]. Białka te, podobnie jak kompleks CesA, są zakotwi-czone w błonie komórkowej. Hydrolizują wiązania β-1,4-glikozydowe w łańcuchach glukanowych celulozy amor-ficznej oraz częściowo mają zdolność usuwania wolnych reszt glukozy z ksyloglukanów. Natomiast degradacja celu-

lozy następuje wyłącznie przez działanie zewnątrzkomór-kowych β-1,4-glukanaz pochodzenia bakteryjnego bądź grzybowego [21].

Synteza celulozy jest obecnie jednym z intensywnie ba-danych zagadnień. Znany jest mechanizm tego procesu, na-tomiast wiedza o jego podstawach molekularnych nadal jest niekompletna. Z uwagi na rolę i istotność celulozy w ścianie komórkowej, proces jej syntezy jest pod ścisłą kontrolą. Do-tyczy to zarówno grubości mikrofibryli, liczby łańcuchów glukanowych w mikrofibryli, stopnia krystaliczności czy or-ganizacji mikrofybryli [22]. Prawdopodobnie również biał-ka z innych rodzin uczestniczą w syntezie celulozy, choć ich funkcja w tym procesie nadal pozostaje niejasna [20].

HEMICELULOZY

BUDOWA I FUNKCJE HEMICELULOZHemicelulozy, to drugi po celulozie najczęściej wystę-

pujący w przyrodzie wielocukier, który stanowi nawet 25% biomasy (w suchej masie roślin) [23]. Jest to całkowicie amorficzny heteropolimer, na który składają się rozgałę-zione łańcuchy cukrowe, skomponowane głównie z β-1,4- polisacharydów: ksyloglukanu (XG), ksylanu, mannanu, glukomannanu i mieszanych β-(1→3, 1→4)-glukanów (Ryc. 3). Dodatkowo może być wydzielonych wiele pod-grup hemiceluloz, w zależności od składu łańcuchów bocz-nych. W przeciwieństwie do celulozy, masa cząsteczkowa łańcuchów hemiceluloz jest znacznie mniejsza, mogą one również zawierać, oprócz wolnych grup -OH, pewną liczbę wolnych grup acetylowych, które powodują, że hemicelu-lozy są częściowo rozpuszczalne w wodzie [23,24]. Ksylo-glukan wiąże się z mikrofibrylami celulozowymi w różnych konformacjach, co powoduje, że w odróżnieniu od celulozy, XG może być podatny na degradację [6].

Hemicelulozy w PSC typu I roślin wyższych, w tym lnu, składają się głównie z ksyloglukanu, którego szkie-let tworzą reszty D-glukozy połączone wiązaniami β-1,4-glikozydowymi; jest on podstawiony łańcuchami bocznymi D-ksylozy złączonymi wiązaniami β-1,6-glikozydowymi (Ryc. 3). We wtórnej ścianie komórkowej roślin okrytona-siennych dominującymi są ksylany, których łańcuch głów-ny stanowi D-ksyloza połączona wiązaniami β-(1→4) [23]. Większość ksylanów WSC roślin dwuliściennych ulega różnym modyfikacjom: acetylacji bądź estryfikacji kwasami fenolowymi. Dzięki temu ściana komórkowa jest bardziej odporna chemicznie oraz wytrzymalsza mechanicznie [25]. Ksylany są również dość powszechne w PSC, jednak mają inne podstawniki.

Pozostałe grupy hemiceluloz występują w roślinach wyższych w znacznie mniejszych ilościach, w odniesieniu do ksylanów i ksyloglukanów. Mieszane glukany występu-ją przede wszystkim w PSC, gdzie wspomagają elastycz-ność i rozszerzanie ściany komórkowej [20].

Funkcje hemiceluloz dzielą się na strukturalne i zapaso-we, i różnią się w zależności od tkanki oraz są silnie okre-ślane przez ich skład [24]. Prawdopodobnie złożoność ich struktury i właściwości chemicznych powoduje, że hemi-celulozy mogą różnorako oddziaływać z pozostałymi skła-


dowymi ściany komórkowej [26]. W PSC hemicelulozy bez-pośrednio decydują o stopniu rozciągliwości ściany, a tym samym tempie rozrostu komórek. Ponadto zapewniają in-tegralność całej struktury ściany. Przede wszystkim jednak, w kontekście struktury ściany komórkowej i wpływu na jej właściwości, a co za tym idzie, właściwości włókna lniane-go, hemicelulozy sieciują mikrofibryle celulozy za pomocą wiązań wodorowych i kowalencyjnych [6]. Ksyloglukan wiąże się z mikrofibrylami celulozy już w momencie, kiedy są one syntetyzowane do macierzy PSC, co powoduje, że mikrofibryle celulozowe mają mniejszą średnicę (mniej łań-cuchów glukozowych na mikrofibrylę) niż te w WSC. He-micelulozy osłabiają sieć celulozową (gdyż uniemożliwiają tworzenie się krystalicznej formy celulozy), z drugiej jednak strony, dzięki temu, zwiększają rozciągliwość i poprawiają właściwości mechaniczne, co pozwala PSC na rozszerzanie się i daje odporność na stresy, którym poddawana jest ko-mórka w czasie wzrostu [6]. Podsumowując, przez udział w zapewnieniu odpowiedniej orientacji celulozy oraz tworząc rusztowanie dla celulozy i/lub regulując przestrzenie po-między mikrofibrylami, hemicelulozy przyczyniają się do wytrzymałości włókna. Ponadto istnieją doniesienia o ko-walencyjnych oddziaływaniach hemiceluloz z pektynami i ligninami, co również stabilizuje i modyfikuje strukturę ściany komórkowej [23].

Drugą ważną funkcją hemiceluloz jest funkcja zapasowa. Wielocukry, wchodzące w ich skład, stanowią ruchome źró-dło węgla w stanach niedoboru glukozy lub zwiększonego zapotrzebowania na energię, przede wszystkim w ścia-nach komórkowych nasion np. ksyloglukany i glukoman-nany są wykorzystywane przez nasiona niektórych roślin dwuliściennych jako materiał zapasowy uruchamiany po etapie kiełkowania [23,24,26].

METABOLIZM HEMICELULOZ

Hemicelulozy są syntetyzowane w cysternach aparatu Golgiego przez szereg enzymów, należących do rodziny

białek transferaz glikozylowych, które są podobne do syntaz ce-lulozy. Zidentyfikowano kilka klas tych enzymów, które odpo-wiadają za syntezę łańcuchów głównych poszczególnych klas hemiceluloz. Z uwagi na ogrom-ne zróżnicowanie składu hemi-celuloz, w ich syntezę jest za-angażowanych wiele rodzajów transferaz o różnej swoistości substratowej. Jak dotąd, dopiero nieliczne zostały zidentyfikowa-ne i opisane [23,24].

Jednym z ważniejszych enzymów jest α-(1→6)-ksylozylotransferaza (XXT), która przyłącza D-ksylozę do łańcucha głównego ksylogluka-nów. W rzodkiewniku pospoli-tym zidentyfikowano i opisano dwa takie enzymy XXT1 i XXT2 [27]. Natomiast łańcuchy bocz-

ne ksylanów syntetyzowane są przez enzymy z grupy α-glukuronozylotransferaz i α-arabinofuranozylotransferaz. Innym przykładem enzymów syntetyzujących hemice-lulozy są: galaktozylotransferaza glukomannanu oraz β-mannozylotransferaza glukomannanu. Pierwsza bierze udział w syntezie galaktomannanów w bielmie nasion, a druga posiada aktywność syntazy mannanu i glukomanna-nu. Enzymy te wykorzystują GDP-mannozę lub GDP-glu-kozę jako substraty [28].

W degradacji hemiceluloz, podobnie jak w syntezie, bierze udział wiele enzymów z różnych grup, które hydrolizując wiązania glikozydowe wewnątrz łańcuchów lub na ich koń-cach, odcinają pojedyncze cząsteczki cukrów lub ich krót-kie łańcuchy (oligocukry). Do tych enzymów należą m. in.: β-(1-4)-glukanazy, glukozydazy (β-glukozydaza), ksylana-zy (endo-β-1,4-ksylanaza), ksylozydazy (α-1,4-ksylozydaza; β-1,4-ksylozydaza), mannozydazy (β-mannozydaza), ga-laktozydazy (α-galaktozydaza) [29].

PEKTYNY

BUDOWA I FUNKCJE PEKTYNCelulozowo-hemicelulozowe rusztowanie ściany komór-

kowej jest wzmocnione pektynami. Jest to kolejny, obok hemiceluloz, polimer cukrowy o zróżnicowanej budowie. Pektyny różnią się znacznie składem, nawet w zależności od frakcji komórki, gdyż ich funkcja jest określana przez kompozycję. Uogólniając, pektyny są zbudowane z kwaso-wego łańcucha głównego oraz zawierających cukry obojęt-ne łańcuchów bocznych (Ryc. 4) [30]. Najczęściej występu-jącym monomerem jest kwas galakturonowy, który stanowi ok. 70% wszystkich cukrów pektynowych. Łańcuch główny zbudowany z reszt tego kwasu jest rozgałęziony łańcuchami bocznymi różnych cukrów połączonych wiązaniami α-1,4-glikozydowymi. W pektynach, poza kwasem galakturo-nowym, najczęściej występują: ramnoza, arabinoza, ksylo-za, kwas glukuronowy oraz galaktoza. Można wyróżnić 5

Rycina 3. Schemat przykładowej budowy i składu hemiceluloz. XG — ksyloglukan; α/β — rodzaj wiązań glikozydo-wych [90].


głównych klas strukturalnych pektyn: homogalakturonian (HG), ramnogalakturonian I i II (odpowiednio RG-I i RG-II), ksylogalakturonian oraz apiogalakturonian. Dwa ostatnie polimery są charakterystyczne tylko dla określonych grup roślin i w ścianie komórkowej lnu występują w śladowych ilościach.

Inny podział, który dobrze sprawdza się we włóknie lnianym, to podział pektyn na dwie grupy. Pierwsza to pektyny obecne w PSC i blaszce środkowej, a druga to pektyny obecne w WSC [31]. Do pierwszej grupy należą pektyny wielkocząsteczkowe, pośród których dominuje homogalakturonian (65%) i ramnogalakturonian-I (25–30%), które są podstawione krótkimi łańcuchami bocz-nymi, zbudowanymi głównie z galaktozy. Drugi rodzaj pektyn, związany funkcjonalnie z celulozą, jest reprezen-towany głównie przez ramnogalakturonian I z dłuższy-mi łańcuchami bocznymi galaktozy [31,32]. Pektyny łączą się ze sobą różnymi rodzajami wiązań, które obejmują nie tylko łańcuchy boczne, ale i łańcuchy główne, tworząc wiele poziomów usieciowania. Składają się na nie: wią-zania glikozydowe, sieciowanie jonami wapnia, wiąza-nia estrowe z boranami oraz wiązania kowalencyjne ze związkami fenolowymi i ewentualnie innymi związkami [6].

Homogalakturonian jest polimerem zbudowanym z podjednostek kwasu galakturonowego połączonych wiązaniami α-1,4-glikozydowymi. Jest to podstawowy wielocukier pektynowy występujący w ścianach komór-kowych (60–65%). HG łączy się kowalencyjnie z RG-I, RG-II, a także prawdopodobnie tworzy sieć z ksyloglu-kanem, która wspiera strukturę ściany komórkowej. Łań-cuchy HG mogą być modyfikowane przez metylację lub acetylację, co znacząco wpływa na ich właściwości. Wzór i stopień metyloestryfikacji/acetylacji zależy od gatun-ku rośliny i często jest przez nie dziedziczony. Ponadto, metyloestryfikacja jest silnie regulowana przez roślinę na różnych etapach rozwoju i jest tkankowo specyficzna, a demetyloestryfikacja jest narzędziem modyfikującym funkcje pektyn, gdyż bezpośrednio wpływa na powino-wactwo do kationów wapnia zaangażowanych w proces żelowania łańcuchów HG oraz na powinowactwo RG-II do boranów [6,30]. Wolne, niemetylowane grupy COO-

kwasu galakturonowego są ujemnie naładowane i mogą oddziaływać z kationami Ca2+, tworząc stabilne struktury żelowe. Najbardziej po-datny na chelatację jonami Ca2+ jest niemetylestryfikowany HG, a sil-nie wspiera ją redukcja łańcuchów bocznych RG-I [6,30]. Przykładowo, w ścianie komórkowej groszku de-metyloestryfikacja HG oraz usunię-cie łańcuchów bocznych RG-I skut-kowało wzmocnieniem jej struktury [33]. Demetyloestryfikacja ma rów-nież przełożenie na procesy fizjolo-giczne roślin i odporność na infekcje patogenne przez rozluźnienie struk-tury ściany komórkowej i zwiększe-nie jej podatności na enzymatyczną

degradację [30,34].Ramnogalakturonian I jest zbudowany z łańcucha

głównego, który składa się z powtarzanych dwóch reszt cukrowych: kwasu galakturonowego i ramnozy, połączo-nych wiązaniami α-1,2- i α-1,4-glikozydowymi. Rdzeń RG-I jest kontynuacją HG, a nie osobnym łańcuchem poli-merowym. Jako podstawniki dominują łańcuchy arabino-we, arabinogalaktanowe oraz galaktanowe [35]. Ponadto cząsteczki kwasu galakturonowego RG-I mogą być mety-lowane, podobnie jak w homogalakturonianie.

Ramnogalakturonian II to fragment HG o długości ok. 7-9 reszt kwasu galakturonowego, które są podstawione czterema charakterystycznymi łańcuchami bocznymi o określonej budowie. W sumie, RG-II jest zbudowany z 12 różnych typów reszt cukrowych. Jego udział w struktu-rze ściany komórkowej nie przekracza kilku procent.

HG, RG-I i RG-II wpływają na funkcje PSC w odnie-sieniu do wytrzymałości, adhezji komórek, funkcji apa-ratów szparkowych i odpowiedzi rośliny na infekcje. Pektyny zapewniają ścianie komórkowej odpowiednią gęstość, porowatość oraz dystrybucję enzymów i innych białek. Te, a także inne doniesienia literaturowe wskazu-ją, że raczej geny odpowiedzialne za modyfikację bądź degradację pektyn, niż geny syntetyzujące, decydują o właściwościach WSC [30].

Dodatkowo, obecność pektyn w PSC i WSC zwiększa pojemność wymiany kationowej i sorpcji wody. Pektyny są także inkrustowane kwasami fenolowymi, będąc ich nośnikiem i rezerwuarem w roślinie [6]. Jak już wspo-mniano, pektyny są trawione przez patogeny na wcze-snych etapach infekcji. W związku z czym produkty ich rozpadu, oligogalakturoniany, są cząsteczkami sygnalny-mi indukującymi mechanizmy obronne, takie jak produk-cja fitoaleksyn lub innych związków o charakterze anty-biotykowym, synteza białek oraz toksycznych dla pato-genu peptydów w odpowiedzi na infekcję, wzmacnianie ściany komórkowej (wzmożone wbudowywanie lignin, białek i cukrów w ścianę komórkową) [6,36]. Oligogalak-turoniany uczestniczą także we wzroście i rozwoju rośli-ny, np. w dojrzewaniu owoców.

Rycina 4. Schemat przykładowej budowy, degradacji i modyfikacji pektyn.


Pektyny są obecne w blaszce środkowej, gdzie pełnią kluczową rolę jako substancja spajająca komórki, przez co zapewniają spoistość wiązkom komórek włókna. Sieciowa-nie pektyn (tu głównie HG) odbywa się w tym elemencie strukturalnym rośliny za pomocą różnych wiązań, wśród których dominują mostki wapniowe. Ze względu na fakt, że pektyny są łącznikiem pomiędzy komórkami, są one głów-nym celem dla mikroorganizmów podczas ekstrakcji włók-na ze słomy (roszenia). Zasadą jest, że im dłuższe roszenie, tym gorsza jakość włókna. Nasunęło to hipotezę, że niższy poziom pektyn w pewnym stopniu może poprawić jakość włókna [37]. Istotnie, obniżenie poziomu pektyn spowodo-wało przyspieszenie roszenia. Pektyny w komórkach są ści-śle związane z WSC, prawdopodobnie wiążąc się z celulozą tuż po jej syntezie, co powoduje, że przyjmuje ona postać amorficzną (nieuporządkowaną), co z kolei zwiększa wy-trzymałość na rozciąganie takiego polimeru. Istnieją donie-sienia sugerujące, że obniżenie zawartości pektyn negatyw-nie wpływa na niektóre właściwości mechaniczne włókien poprzez zmniejszenie interakcji pomiędzy obszarami amor-ficznymi i krystalicznymi [38,39]. Z kolei wzrost zawartości egzo-PG w roślinie wywołał obniżenie zawartości pektyn, co spowodowało pogorszenie właściwości mechanicznych w ryżu, liściach jabłoni i tytoniu [40,41,42]. Uważa się, że zmniejszenie rozciągliwości i większa sztywność ściany ko-mórkowej korelują się z mniejszą liczbą łańcuchów arabi-nowych i galaktanowych oraz zwiększonym stopniem usie-ciowienia HG przez kationy wapnia. Również kompleksy RG-II z boranem przyczyniają się do zwiększenia mecha-nicznej siły ściany komórkowej. Boran jest bezpośrednio za-angażowany w odwracalną dimeryzację dwóch cząsteczek RG-II. Jego dimery odgrywają ważną rolę w wytrzymało-ści ścian komórkowych na naprężenia mechaniczne, biorąc udział w utrzymaniu wertykalnej orientacji roślin, a także mogą ułatwiać rozpoczęcie lignifikacji WSC [6,30]. Ponadto pektyny, jako regulatory zawartości jonów Ca2+, odgrywają ważną rolę w procesie polimeryzacji lignin, który jest inicjo-wany w regionach blaszki środkowej bogatych w pektyny. Wskazuje to na możliwość funkcjonalnego powiązania pek-tyn i lignin na wczesnych etapach lignifikacji WSC [30].

METABOLIZM PEKTYN

Z uwagi na zróżnicowaną budowę, w syntezę pektyn za-angażowanych jest wiele enzymów, w tym: glikozylotrans-ferazy, metylotransferazy i acetylotransferazy. Enzymy biosyntezy pektyn do swej aktywności wymagają specy-ficznych substratów, cukrów z przyłączonym nukleotydem (NDP-cukier) oraz akceptorów. Obecny model biosyntezy pektyn zakłada, że glikozylotransferazy zlokalizowane są wewnątrz aparatów Golgiego, gdzie następuje synteza łań-cuchów pektynowych wzdłuż całego organellum. Pektyny ulegają metyloestryfikacji już w trakcie syntezy i w takiej formie są transportowane za pomocą pęcherzyków aparatu Golgiego i wydzielane do apoplastu.

Podstawowym donorem do syntezy HG jest UDP-D--galakturonian, który powstaje z UDP-D-glukuronianu w reakcji katalizowanej przez 4-epimerazę UDP-D-glukuro-nianu [35,43]. Synteza HG wymaga aktywności więcej niż jednego enzymu, i biorą w niej udział również m. in. α-1,4-

galakturonozylotransferazy. Enzymy te przenoszą reszty kwasu galakturonowego z UDP-α-D-galakturonianu na niezredukowany koniec wydłużanego łańcucha HG. Bio-synteza pozostałych rodzajów wielocukrów pektynowych zachodzi dzięki aktywności wielu enzymów, wśród których można wyróżnić ksylozylotransferazę ramnogalakturonia-nu II, ksylozylotransferazę, arabinozylotransferazę oraz galaktozylotransferazę. Ksylozylotransferaza bierze udział w syntezie ksylogalakturonianu, katalizując przyłączanie D-ksylozy do rdzenia HG. Natomiast arabinozylotransfera-za oraz galaktozylotransferaza biorą udział w syntezie ram-nogalakturonianu I. Pierwszy enzym katalizuje przeniesie-nie D-arabinozy na arabinian i galaktan, a drugi przyłącza D-galaktozę do rdzenia RG-I. Natomiast jedynym zidenty-fikowanym enzymem biorącym udział w syntezie RG-II jest ksylozylotransferaza ramnogalakturonianu II, która kata-lizuje syntezę łańcucha bocznego RG-II, składającego się z cząsteczek D-ksylozy i D-fukozy [35,43].

Modyfikacje pektyn, przez dodanie grup metylowych lub acetylowych są powiązane z rozwojem rośliny. Mety-lotransferazy są aktywne głównie podczas syntezy pektyn, w aparacie Golgiego. Donorami grup metylowych są czą-steczki S-adenozylo-metioniny, a akceptorami cząsteczki kwasu galakturonowego HG, RG-II oraz ksylogalakturo-nianu. Pektyny są wydzielane do macierzy ściany komór-kowej w postaci silnie metyloestryfikowanej. Dopiero na zewnątrz błony komórkowej działają metyloesterazy pek-tynowe (PMEs), które selektywnie usuwają grupy metylo-we. PMEs między innymi biorą udział w rearanżacji ściany komórkowej związanej z atakiem patogenu bądź mechani-zmami obronnymi. Duża metylacja pektyn (niski poziom białek PMEs) wspomaga obronę roślin przed atakiem pato-genu i degradacją ściany komórkowej [44]. Ponadto PMEs są bardzo bogatą rodziną białek, o różnej specyficzności, w związku z czym, efektywne wyciszenie konkretnej PME aktywowanej przez infekujący patogen prowadzi do wzrostu odporności rośliny [45,46]. Odwrotnie, wzrost syntezy PMEs mógłby prowadzić do obniżenia odporności roślin. Różnice w podatności Solanum tuberosum na infekcję bakterią Erwinia carotovora korelują ze stopniem metylacji pektyn, odmiany bardziej odporne mają wyższy poziom metylacji [47]. Podobnie rośliny rzodkiewnika pospolitego ze zredukowaną aktywnością PME są bardziej odporne na grzybowe infekcje Botrytis cinerea [48].

Acetylacja również zachodzi w aparacie Golgiego, dzięki aktywności acetylotransferazy pektynowej, która katalizuje przeniesienie grupy octanowej z acetylo-CoA na reszty kwasu uronowego w HG, RG-I i RG-II [6]. Po osadzeniu w strukturze ściany komórkowej pektyny ulegają również selektywnej deacetylacji przez acetyloesterazy pektynowe [34].

Chociaż architektura ściany komórkowej zapewnia jej elastyczność w trakcie wzrostu i rozwoju komórki (a także rośliny), to w cyklu życiowym rośliny są etapy, kiedy konieczne jest bardzo duże przebudowanie ściany komórkowej tak, aby zmniejszyć lub nawet całkowicie usunąć ograniczenia, jakie nakłada ściana komórkowa. Na przykład, przed zrzuceniem poszczególnych orga-nów (np. liści, owoców) musi mieć miejsce wystarczającą


rearanżacja ściany komórkowej, aby możliwe było cał-kowite oddzielenie komórek, co wiąże się z degradacją pektyn blaszki środkowej. Podobnie podczas dojrzewa-nia owoców, ich miąższ ulega szeregowi biochemicznych i komórkowych przemian, tak by uległ on zmiękczeniu. Polimer pektynowy jest degradowany w ścianie komór-kowej enzymatycznie przez działanie szeregu enzymów, które są klasyfikowane w zależności od miejsca cięcia (Ryc. 4). Nie wszystkie enzymy zostały do tej pory ziden-tyfikowane i opisane. Spośród znanych enzymów naj-ważniejsze, które uczestniczą w degradacji HG to: egzo- i endopoligalakturonazy (PG), liazy pektynowe, częścio-wo również PME oraz acetyloesterazy pektynowe, które przez deestryfikację bądź deacetylację rozluźniają upako-wanie HG, co powoduje, że łatwiej ulega enzymatycznej degradacji [49]. Poligalakturonazy hydrolizują wiązania glikozydowe HG, w skutek czego uwalniane są mono-mery, dimery bądź oligomery kwasu galakturonowego. Zarówno endo- jak i egzopoligalakturonazy mają wyso-kie powinowactwo do niezestryfikowanych reszt kwasu galakturonowego [8]. Badania opisujące rośliny ze zwięk-szoną aktywnością zarówno endo- jak i egzo-PG wskazu-ją na ogólną zmianę struktury polisacharydowej ściany komórkowej, ze szczególnym uwzględnieniem blaszki środkowej i PSC bogatej w HG i RG-I [30,42]. Co więcej, istnieją również doniesienia, że HG jest kowalencyjnie związany z ksyloglukanami [6,50]. Potwierdzeniem tego, może być przykład tytoniu, gdzie zahamowanie aktyw-ności PG przez syntezę inhibitora PG z winogron, skut-kowało reorganizacją całej sieci celulozowo-ksylogluka-nowej [51].

Liazy pektynowe działają przez transeliminację, kata-lizując selektywną degradację pektyn na mniejsze frag-menty. Ich aktywność zależy od stopnia metyloestryfika-cji HG. Liaza pektynowa I jest specyficzna dla niskomety-lowanego HG i wymaga obecności jonów wapnia [52]. Z kolei transeliminaza kwasu poligalakturonowego hydro-lizuje wiązanie α-D-(1→4) w galakturonianie, powodując uwolnienie oligogalakturonianu. Drugi najczęściej wystę-pujący rodzaj pektyn, RG-I, jest rozkładany m. in. przez: hydrolazę ramnogalakturonianu, liazę ramnogalakturo-nianu, ramnohydrolazę ramnogalakturonianu, galaktu-ronohydrolazę ramnogalakturonianu i acetyloesterazę ramnogalakturonianu. Ponadto w procesie degradacji pektyn uczestniczą również α-arabinofuranozydaza, en-doarabinaza, β-galaktozydaza, endogalaktanaza i ferulo-ilo- i p-kumaroiloesterazy [52].

LIGNINY

BUDOWA I FUNKCJE LIGNIN

Ostatnim polimerem, wchodzącym w skład ściany ko-mórkowej są ligniny, które jako jedyne nie są polimerem cukrowym, a zbudowane są z pochodnych związków feno-lowych. Największa akumulacja lignin występuje w WSC komórek ksylemu. Jeśli chodzi o oddziaływania z innymi polimerami w ścianie komórkowej, potwierdzono kowalen-cyjne oddziaływania lignin z hemicelulozami [53].

Jest to hydrofobowy, aromatyczny polimer bez zdefinio-wanej struktury pierwszorzędowej zbudowany z podjed-nostek syntetyzowanych w ramach szlaku fenylopropano-idowego. Są to: p-hydroksyfenyl (podjednostka H), guaja-cyl (podjednostka G) i syringal (podjednostka S), które są pochodnymi alkoholi fenolowych, odpowiednio alkoholu: p-kumarowego, koniferylowego i sinapylowego (Ryc. 5). Monolignole łączą się poprzez różne rodzaje wiązań skondensowanych, takich jak wiązania eterowe, wiązania węgiel-węgiel, wiązania difenylowe czy fenylowo-etero-we, a także przez liczne wiązania nieskondensowane (β-O-4 i α-O-4) [54]. Dodatkowo, w strukturę lignin mogą być wbudowane bezpośrednio kwasy hydroksycynamonowe, bądź inne związki, które znajdą się w centrum reakcyj-nym i mają zdolność tworzenia wolnych rodników (Ryc. 5) [55]. Wszystko to powoduje, że polimer ligninowy ma tak złożoną i zróżnicowanej budowę.

Ogólna zasada przyjmuje, że ligniny roślin nagonasien-nych są zbudowane głównie z podjednostek G z dodat-kiem monolignoli H, natomiast u okrytonasiennych ligniny składają się z podjednostek G i S [55]. Niedawne badania wykazały, że ligniny we włóknie lnianym mają nietypową kompozycję [54]. Choć len jest rośliną okrytonasienną i li-gniny ksylemowe są typowe dla tej klasy roślin, to ligniny we włóknie swą budową silnie przypominają ligniny nagonasiennych. Mają nawet do 25% podjednostek H oraz bardzo niski stosunek monomerów S/G (0,2 do 0,4). Dla porównania, stosunek S/G w ligninach floemowych lucer-ny, konopi, juty i ketmii trzcinowatej wynosi odpowiednio 0,4; 0,9; 2,1 i 3,9. Ponadto, włókna lniane mają jeden z naj-niższych stopni lignifikacji (tylko włókna szczmielu białego mają mniejszy) oraz najwyższy stopień kondensacji spośród włókien naturalnych. Taka struktura czyni ligniny prak-tycznie niedegradowanymi chemicznie czy enzymatycznie [54,56].

Ligniny, będąc drugim najczęściej występującym biopo-limerem w biosferze, są rezerwuarem ok. 30% niekopalnego organicznego węgla. Ich najważniejszą funkcją jest zapew-nienie ścianom komórkowym mechanicznej wytrzymałości, co pozwala na wzrost i utrzymanie pionowej orientacji ło-dygi, a także przewodzenie wody i substancji odżywczych. Kolejną rolą lignin jest ich udział w odpowiedzi roślin na biotyczne i abiotyczne czynniki stresowe. Ligniny hamują ataki wszelkiego rodzaju patogenów czy insektów, stano-wiąc dla nich mechaniczną barierę odporną na degradację [57]. Co więcej, w odpowiedzi na czynniki stresowe na-stępuje wzmożona synteza lignin, aby wzmocnić tę barie-rę. Przykładowo, na ilość lignin i celulozy, odłożonych we Rycina 5. Przykładowa struktura lignin.


wtórnej ścianie komórkowej, może mieć wpływ wiele abio-tycznych czynników takich jak naprężenia mechaniczne, wynikające z wiatru i wyginania się łodygi w czasie wzro-stu rośliny.

Jeśli chodzi o możliwości zastosowania włókien (lub sło-my lnianej), ligniny są główną przeszkodą przy wykorzy-staniu biomasy roślinnej jako źródła do produkcji bioetano-lu, biogazu, papieru czy karmy dla zwierząt (utrudniają do-stęp enzymów scukrzających/degradujących do celulozy). Delignifikacja, niezbędna w procesach technologicznych, jest procesem czaso- i energochłonnym, kosztownym oraz generuje duże ilości zanieczyszczeń środowiska [58,59]. Li-gniny obniżają też wartość tkaniny lnianej, gdyż odpowia-dają za słabą elastyczność (gniecenie się).

METABOLIZM LIGNIN

Lignifikacja to proces dynamiczny, który wzmacnia ścia-nę komórkową roślin w zależności od potrzeb (przewodze-nie wody, wzmocnienie mechaniczne czy odpowiedź na stresy środowiskowe). Monolignole są syntetyzowane w cytoplazmie, w obszarze przylegającym do ER, następnie są transportowane na zewnątrz komórki, gdzie zachodzi polimeryzacja w wyniku reakcji wolnorodnikowej i wbudo-wanie w strukturę ściany komórkowej.

Dotychczas opisane enzymy, które biorą udział w synte-zie monolignoli dzielą się na dwie grupy: te rozpuszczalne w cytoplazmie i te, będące składowymi rodziny cytochro-mów P450, które są zakotwiczone w błonie retikulum en-doplazmatycznego. Do pierwszej grupy należą: liaza amo-niako-fenyloalaninowa (PAL); ligaza 4-hydroksycynamo-ilo:CoA (4CL); hydroksycynamoilotransferaza p-hydrok-sycynamoiloCoA: kwas szikimowy/chinonowy (HCT); O-metylotransferaza kawoiloCoA (CCoAOMT); 3/5-O--metylotransferaza kwasu kawowego/kwasu 5-hydroksy-fenolowego (COMT); reduktaza hydroksycynamoiloCoA (CCR), dehydrogenaza alkoholu hydroksycynamonowego (CAD) i dehydrogenaza alkoholu sinapylowego (SAD). Do drugiej grupy należą: 4-hydroksylaza kwasu cynamono-wego (C4H); 3-hydroksylaza kwasu p-kumarowego (C3H) i 5-hydroksylaza aldehydu koniferylowego/kwasu ferulo-wego (F5H).

Pierwszy etap, otrzymanie monomerów lignin, zacho-dzi jako odgałęzienie szlaku fenyloproponoidowego, które, mimo że jest dobrze opisane w literaturze, to wciąż niektóre jego etapy (nieliniowe przejścia i transformacje związków pośrednich) pozostają niewiadomą, a przeprowadzone na roślinach transgenicznych eksperymenty wskazują na wie-logenowe rodziny kodujące białka syntezy lignin.

Opisanym przykładem wielogenowości jest dehydro-genaza alkoholu sinapylowego, która należy do tej samej rodziny dehydrogenaz alkoholowych co CAD. SAD cha-rakteryzuje się dużym powinowactwem do aldehydu si-napylowego. Jednak wykazano, że nie jest ona niezbędna do syntezy podjednostki S lignin [60,61]. Struktura i funkcja CAD, enzymu o podobnej aktywności jak SAD, jako koń-cowego enzymu na szlaku syntezy monomerów lignin, jest dobrze poznana [62,63]. Jednak dopiero ostatnio pojawiły

się pierwsze prace, opisujące całą rodzinę białek CAD oraz ich identyfikację w modelowych roślinach [64,65]. Uogól-niając, rodzinę białek CAD można umownie podzielić na 3 grupy pod względem ewolucyjno-funcjonalno-struktu-ralnym [61,63]. Ważną obserwacją, która potwierdza, że enzymy ze szlaku syntezy lignin należą do wielogenowych rodzin jest fakt dużej rozbieżności skutków wyciszenia poszczególnych genów na fenotyp roślin transgenicznych i ich odporność na czynniki stresowe. Redukcja poziomu lignin przez wyciszanie genów ze szlaku biosyntezy mo-nolignoli powoduje zahamowanie wzrostu rzodkiewnika pospolitego, sosny kalifornijskiej i innych gatunków roślin [66-68]. Z drugiej strony, inne dane pokazują, że redukcja ekspresji genów szlaku biosyntezy lignin w Brassica napus skutkowało zmniejszeniem poziomu lignin, jednak wzrost roślin był porównywalny z nietransgeniczną kontrolą [69]. Również obniżanie ilości lignin przez wyciszanie genów zaangażowanych w biosyntezę lignin w lnie, kukurydzy i prosie rózgowym nie spowodowało zmian we wzroście ro-ślin [64,70,71]. Natomiast najnowsze badania pokazują, że rośliny transgeniczne uprawiane w próbie polowej podda-ne czynnikom środowiskowym mogą wykształcić mechani-zmy niwelujące wprowadzone zmiany, by zapewnić rośli-nie przetrwanie. Niedawno wykazano, że rośliny Nicotiana attenuata z wyciszonym genem CAD uprawiane w szklarni cechowały się karłowatością, jednak wyprowadzone w pole wykształciły normalny fenotyp, nieróżniący się od roślin kontrolnych [68]. Stwierdzono, że obniżenie ekspresji genu CAD nadal było u tych roślin obserwowane, jednak inne związki fenolowe zostały wbudowane w strukturę lignin, aby zapewnić prawidłową orientację łodygi. W przypadku lnu z wyciszonym genem CAD, rośliny z najsilniejszą repre-sją wykazywały zahamowanie wzrostu w kulturach in vitro, co skutkowało nawet śmiercią rośliny. Natomiast umiarko-wana redukcja ekspresji genu CAD skutkowała fenotypem zbliżonym do roślin kontrolnych w kulturach in vitro i w uprawie polowej [72,73]. Zebrane wyniki sugerują, że silna redukcja lignin powoduje zaburzenia fenotypowe, takie jak wiotkość czy karłowatość. Natomiast niewielka redukcja lignin wpływa na zmianę składu i struktury ściany komór-kowej nie wpływając negatywnie na fenotyp modyfikowa-nych roślin. Ponadto stresy biotyczne i abiotyczne są w sta-nie aktywować mechanizmy kompensacyjne wyrównujące poziom lignin in vivo mimo wprowadzonej modyfikacji.

Istnieje wiele hipotez dotyczących sposobu transportu monomerów lignin na zewnątrz błony komórkowej, jed-nak żadna z nich nie została jak dotąd ostatecznie potwier-dzona lub obalona. Jedna z nich zakłada, że monolignole są transportowane przez błonę w ich glukozylowanej for-mie, a następnie glukozydazy obecne w ścianie komórko-wej usuwają cząsteczkę cukru [74]. Inny model zakłada, że monomery lignin są transportowane w pęcherzykach apa-ratu Golgiego, a kolejny proponuje specyficzne transporte-ry błonowe, jako mechanizmy przenoszące monolignole na zewnątrz komórki. Alternatywnie, alkohole koniferylowy i sinapylowy mogą przenikać przez błonę komórkową na zasadzie dyfuzji [74]. Być może wszystkie te hipotezy są prawdziwe. Ten etap syntezy lignin wymaga dalszych do-kładnych badań, gdyż wydajność i rodzaj transportu może decydować o tym jaki jest skład lignin.


Niemniej, gdy monolignole znajdą się już na zewnątrz błony komórkowej następuje polimeryzacja monomerów lignin w reakcji wolnorodnikowej. Ten etap również nie jest ostatecznie potwierdzony doświadczalnie i funkcjonu-je w formie hipotezy, która obecnie najlepiej wyjaśnia ob-serwowany złożony skład i strukturę lignin. Kompozycja lignin zależy od tego, jakie wolnorodnikowe substraty są dostępne w obszarze reakcji oraz jaką specyficzność mają obecne tam enzymy katalizujące ostatni etap syntezy lignin. Należą do nich peroksydazy i lakazy. Wszystkie fenolowe związki, które znajdą się w centrum reakcyjnym mogą ulec reakcji rodnikowej i zostać wbudowane w ligniny. Ten mo-del syntezy odpowiada zróżnicowanej budowie lignin, jak i obecności różnego rodzaju wiązań. Co więcej, wskazuje to raczej na przypadkową polimeryzację związków, która prawdopodobnie zależy od mikrośrodowiska reakcji (pH, obecności cukrów itp.) [55]. Jak dotąd nie opisano żadnych enzymów roślinnych, które miałyby zdolność degradacji li-gnin. Taką aktywność mają jedynie enzymy pochodzące z mikroorganizmów i są to enzymy z tych samych klas, które uczestniczą w polimeryzacji lignin: peroksydazy, oksydore-duktazy, lakazy, a także eterazy [75].

Biosynteza lignin jest obecnie wnikliwie badana z tej przyczyny, że choć obecność lignin jest niezbędna dla pra-widłowego rozwoju i funkcjonowania roślin, to dla zastoso-wania biomasy roślinnej czy surowców pochodzenia natu-ralnego, ligniny są poważnym utrudnieniem [76]. Dlatego efekty obniżenia ekspresji poszczególnych genów biosynte-zy ligniny są dokładnie analizowane i weryfikowane [74,77]. Badania nad znaczeniem poszczególnych enzymów synte-zy lignin dla metabolizmu roślin pozwoliły zaobserwować, że zmiany w szlaku biosyntezy lignin mogą powodować wzrost zawartości celulozy. Akumulacja celulozy, zwłasz-cza przy redukcji lignin, jest korzystna przy zastosowaniu biomasy roślinnej jako paszy dla zwierząt czy surowca do produkcji biopaliw. W kukurydzy z represją genu CAD aktywność białka CAD była różna w zależności od tkanki, co skutkowało różnymi efektami modyfikacji w poszcze-gólnych organach [71]. Przykładowo, w łodygach transge-nicznej kukurydzy całkowita zawartość lignin pozostała na niezmienionym poziomie, natomiast zaobserwowano aku-mulację celulozy i arabinoksylanów. Z kolei, w ścianach ko-mórkowych międzywęźli ilość lignin wyraźnie spadła, cze-mu towarzyszyła redukcja polimerów cukrowych. Również dla innych mutantów kukurydzy z obniżonym poziomem lignin obserwowano akumulację cukrów pektynowych [78]. Podobnie transgeniczna osika z wyciszonym genem 4CL charakteryzowała się wyraźnym spadkiem poziomu lignin (do 45%), czemu towarzyszył około 15% wzrost poziomu celulozy [79]. Inne rośliny hybrydowe osiki, które cechował niski poziom lignin miały jednocześnie zwiększoną zawar-tość celulozy [80]. Również w topoli, redukcja lignin przez wyciszenie genu C4H skutkowała akumulacją celulozy [81]. W lnie, redukcja ekspresji CAD spowodowała obniżenie zawartości lignin we włóknie lnianym przy jednoczesnej akumulacji celulozy [73]. Ponadto wykazano, że biosynteza celulozy i lignin silnie zależy od zawartości azotu, węgla i fosforu w roślinie. Zebrane wyniki sugerują, że pula makro-elementów niezużyta przy mniejszej biosyntezie lignin jest przekierowywana do syntezy celulozy [80]. Można przy-

puszczać, że redukcja lignin powoduje rozluźnienie ściany komórkowej, a zmiany te wiążą się z akumulacją polime-rów cukrowych w ścianie komórkowej prawdopodobnie by wspierać jej integralność. Wzbogacenie ściany komórkowej w celulozę, która jest głównym nośnikiem siły mechanicz-nej, wzmacnia strukturę ściany osłabioną ubytkiem lignin. Rozbudowanie celulozowo-hemicelulozowego rusztowa-nia w ścianie komórkowej jest sposobem na utrzymanie pionowej orientacji łodyg, prawidłowej wytrzymałości, a przez to prawidłowego wzrostu i rozwoju roślin. Chociaż molekularne wytłumaczenie tych zmian jest nadal niejasne, to opisano wiele przykładów obrazujących taki mechanizm kompensacyjny obecny w roślinach [82-84].

Badania nad skutkami redukcji poziomu lignin w rośli-nach mają charakter nie tylko poznawczy, ale i aplikacyjny. Ligniny, jako istotny element wytrzymałościowy ściany ko-mórkowej nadają jej sztywność i określone parametry me-chaniczne. Doniesienia literaturowe na temat wpływu ob-niżenia lignin na właściwości mechaniczne są rozbieżne. W transgenicznej topoli obniżenie poziomu lignin wpłynęło na poprawę elastyczności, podobnie jak w komórkach elemen-tarnych jodły chińskiej spowodowało poprawę elastyczno-ści i wytrzymałości na rozciąganie [81,85]. Podobnie w lnie z represją O-metylotransferazy kawoilo-CoA obniżenie ilo-ści lignin wpłynęło pozytywnie na wytrzymałość na rozcią-ganie i zredukowało sztywność powodując wiotkość ściany komórkowej i całej rośliny [70]. W tym wypadku nie badano jednak włókien lnianych, a parametry całej łodygi. Jak do-tąd w literaturze brak danych o skutkach redukcji lignin czy innych polimerów ściany komórkowej na skład i struktu-rę produktów użytkowych roślin, do jakich należy włókno lniane. Jednak pierwsze doniesienia wskazują, że obniżenie lignin w lnie ma również wpływ na kompozycję ściany ko-mórkowej włókna, a tym samym na potencjał aplikacyjny surowca przemysłowego, jakim jest włókno i pochodząca z niego przędza lniana. Włókna z lnu o obniżonej zawar-tości lignin przez wyciszenie genu CAD charakteryzowały się redukcją zawartości lignin oraz stosunku lignin do ce-lulozy, akumulacją celulozy i hemiceluloz oraz większym upakowaniem łańcuchów HG. Zmiany te miały przełoże-nie na większą wytrzymałość na rozciąganie oraz większą sztywnością wyrażoną jako moduł Young’a, którego wzrost w stosunku do kontroli świadczy o mniejszej sprężystości danego materiału. Prawdopodobnie, ten wynik należy wią-zać z akumulacją celulozy i hemiceluloz, co podniosło bazo-wą sztywność materiału i zniwelowało spadek zawartości lignin [73].

MECHANIZMY SYGNALNE I ODCZYTUJĄCE ZMIANY W ŚCIANIE KOMÓRKOWEJ

Ściana komórkowa jest strukturą o dużej złożoności, za-równo składu jak i wzajemnych oddziaływań poszczegól-nych elementów między sobą. Z uwagi na zróżnicowane funkcje oraz istotność ściany komórkowej dla wzrostu i rozwoju roślin, w czasie życia rośliny niezbędne są zmiany w strukturze i składzie ściany komórkowej w zależności od potrzeb, np. ulega ona kontrolowanemu rozluźnieniu w trakcie wzrostu komórki, a w przypadku infekcji patogen-nej jest wzmacniana. Również zranienie jest zewnętrznym bodźcem wpływającym na ścianę komórkową.


Jednym z kluczowych zagadnień w badaniach ściany komórkowej roślin jest ustalenie relacji między struktu-ralną złożonością polimerów ściany komórkowej, a ich biologiczną funkcją. Dlatego niezwykle istotne jest, aby dowiedzieć się czy bodźce wywołujące zmiany struktu-ralne ściany komórkowej są odbierane przez specyficzne receptory. Obecnie intensywnie poszukuje się związków, które działałyby jako sensory zmian w ścianie komórko-wej i cząsteczki sygnalne przekazujące sygnał do cytopla-zmy.

Najlepszymi kandydatami do tej roli są białka błonowe należące do grupy kinaz o charakterze receptorów (ang. receptor-like kinase). Posiadają one zewnątrzkomórkową domenę wiążącą ligand, pojedynczą domenę transbłono-wą i cytosolową domenę kinazy. Możliwości transgenezy pozwoliły otrzymać dużą gamę mutantów o zahamowa-nym wzroście, zmienionym kształcie komórek czy zmo-dyfikowanej wytrzymałości na rozciąganie, co jest dosko-nałym materiałem do badań nad cząsteczkami sygnal-nymi. Jak dotąd, wskazano na kilka rodzin białek jako potencjalnych sensorów i regulatorów składu i struktury ściany komórkowej: kinazy związane ze ścianą komórko-wą (WAK, ang. wall-associated kinase); kinazy podobne do receptora białka THESEUS 1 (THE, ang. receptor-like prote-in kinase THESEUS 1); kinazy podobne do receptora LPR seryny/treoniny białka FEI (FEI, ang. LRR receptor-like se-rine/threonine-protein kinase FEI); białka COBRA zakotwi-czone w błonie związane z GPI (COBRA, ang. GPI-anchor protein); kinazy receptora bogatego w prolinę, podobne do ekstensyny (PERK, ang. pro-rich extensin-like receptor kinase) (Ryc. 6).

Białka WAK są zaangażowane we wzrost komórki oraz są indukowane infekcją patogenną lub odpowiedzią na stres. W ścianie komórkowej roślin wiążą się kowalencyj-nie do HG i niekowalencyjnie do kompleksu Ca2+-oligoga-lakturonian, mogą też przyłączać białko bogate w glicynę (ang. glycine-rich protein). Dane te wskazują, że WAK może być sensorem struktury pektyn in vivo. Ponadto, związanie WAK z pektynami prawdopodobnie powoduje indukcję kaskady sygnalnej (przez kinazy aktywowane mitogenami, ang. mitogen-activated protein kinases), która stymuluje inwer-tazę w wakuoli i powoduje zmiany turgoru komórki [86,87]. Rola kinaz THE jest wiązana z monitorowaniem integralno-ści ściany komórkowej. Są one sensorami redukcji celulozy i indukują związane z tym zmiany w ścianie komórkowej np. wykazano, że wzmożona synteza THE prowadzi do ek-topowej akumulacji lignin [86]. Inną rodziną kinaz o cha-rakterze receptorów są białka PERK, nierozpuszczalne w przestrzeni zewnątrzkomórkowej, które kowalencyjnie i jo-nowo oddziałują z pektynami. Związanie pektyn powodu-je aktywację kanałów Ca2+, co prowadzi do wzrostu jonów Ca2+ w komórce i zmian pH, a w konsekwencji produkcji reaktywnych form tlenu zależnych od oksydazy NADPH. Najprawdopodobniej, białka PERK, wiążąc się z pektynami są sensorami mechanicznego stresu w ścianie komórkowej i przez zmianę pH sterują procesami regulującymi wzrost komórki [86].

Białka FEI należą do klasy kinaz o charakterze recepto-rów, posiadającej zewnątrzkomórkową domenę lektynową o prawdopodobnej funkcji wiązania wielocukrów. Udo-wodniono, że FEI są związane z biosyntezą i strukturą celu-lozy. Wykazano, że wyciszenie genów FEI w rzodkiewniku pospolitym skutkowało redukcją indeksu krystaliczności celulozy. Sugeruje się, że FEI są częścią tego samego szlaku sygnalnego, co białko stresu solnego 5, czyli szlaku odpo-wiedzi na wzrost zasolenia w celu utrzymania homeosta-zy jonowej [86]. Z kolei COBRA jest rodziną białek odpo-wiedzialnych za prawidłową orientację celulozy w ścianie komórkowej (w stosunku do osi komórki). Wykazano, że białko COBRA jest niezbędne do prawidłowego działania kompleksu syntazy celulozy i właściwego pozycjonowania mikrotubul celulozowych w szkielecie ściany komórkowej, a redukcja aktywności tego białka skutkuje nieprawidłową depozycją mikrofibryl celulozy w ścianie komórkowej i/lub zmniejszoną ilością celulozy [86].

Inną grupą regulatorów są czynniki sterujące syntezą ściany komórkowej, w szczególności WSC komórek skleren-chymy (do której należą również komórki włókna lnianego). Należą tu rodziny czynników transkrypcyjnych: MYB, NST oraz SND. Przede wszystkim biorą one udział w lignifikacji i przyroście na grubość WSC, w związku z czym są najważ-niejszymi kandydatami do regulatorów wzrostu i rozwoju komórek włókna w lnie. Jak dotąd, pojawiło się już kilka prac o mechanizmach regulujących syntezą WSC w rzodkiewniku pospolitym, to jednak wciąż niewiele wiadomo o oddziały-waniach DNA-białko czy białko-białko, a także o dynamice i funkcyjności całej sieci wzajemnych oddziaływań, które sterują procesem biosyntezy WSC [88]. SND1, NST1 i NST2 są uważne za główne czynniki regulatorowe powstawania WSC z uwagi na ich wydajność dla zewnętrznego odkłada-

Rycina 6. Schemat funkcji białek potencjalnie zaangażowanych w odczytywa-nie zmian w ścianie komórkowej. Ca2+-ch – kanały jonowe przewodzące Ca2+; COBRA – białka zakotwiczone w błonie związane z GPI; FEI – kinazy podobne do receptora LPR seryny/treoniny białka FEI; GRP3 – białko bogate w glicynę; MAPK – kinazy aktywowane mitogenami; NOX – oksydaza NADPH; PERK ki-nazy receptora bogatego w prolinę, podobne do ekstensyny; RFT – reaktywne formy tlenu; SOS5 – białko stresu solnego 5; THE – kinazy podobne do receptora białka THESEUS 1; WAK – kinazy związana ze ścianą komórkową. Białko CO-BRA jest niezbędne do prawidłowej orientacji mikrofibryl celulozy w cytoszkie-lecie, podczas gdy FEI odpowiadają za indeks krystaliczności, a THE indukują zmiany w ścianie komórkowej na skutek obniżenia zawartości celulozy. Zmiany w strukturze homogalakturonianu, przez jego oddziaływanie z WAK, prowadzą do zmian pH w komórce i w konsekwencji turgoru. Podobnie białka PERK zmie-niają pH komórki i prowadzą do syntezy reaktywnych form tlenu, co wpływa na procesy regulujące wzrost komórki [86].


nia się WSC w niektórych typach nieskleroidalnych komórek [83]. SND1 to białko zawierające domenę NAC, które bywa utożsamiane z NST3 [83]. W rzodkiewniku pospolitym jest znanych 11 czynników transkrypcyjnych (m. in. SND2, SND3 i cały szereg białek MYB), które są aktywowane przez SND1. Z kolei SND2, SND3, MYB103, MYB85, MYB52 i MYB54 in-dukują geny zaangażowane w syntezę WSC (celulozy, ksyla-nów i jako ostatnich lignin). NST, to podobnie jak SND, czyn-niki wzrostu WSC zawierające domenę NAC. Dwa bliskie homologi SND1, NST1 i NST2 działają na te same czynniki transkrypcyjne co SND1 [88].

Z kolei białka MYB, zawierające domenę wiążącą bogatą w motyw AC, są głównymi aktywatorami syntezy lignin. Więk-szość promotorów genów syntezy lignin zawiera właśnie takie powtarzające się motywy AC. Wyjątkiem jest tu hydroksylaza kwasu ferulowego, która jest odpowiedzialna za otrzymanie monolignoli S. Promotor tego genu nie zawiera powtarzające-go się motywu AC, jest natomiast indukowany bezpośrednio przez czynnik transkrypcyjny NST3 lub SND1 [84].

Różnicowanie się komórek ksylemu i floemu, a także ich końcowa funkcja są określane przez stężenie: hormonów, czynników wzrostu, miRNAs, peptydów czy proteogluka-nów w merystemie wiązek przewodzących. Przykładowo, stężenie auksyn niższe od tego, które występuje w meryste-mach naczyń pobudza różnicowanie ksylemu w obecności cytokinin, podczas gdy różnicowanie się floemu znajduje się pod kontrolą czynników transkrypcyjnych z rodziny białek MYB, które są sterowane SND1, NST1 i NST3. Indukcja SND1 w niezróżnicowanej zawiesinie transgenicznych komórek rzodkiewnika pospolitego jest wystarczająca dla różnico-wania się komórek przypominających włókno, co sugeruje, że białka SND1/NST1 są wystarczające dla różnicowania się włókien. Ich preferencyjne wzory ekspresji w kwiatosta-nie i łodydze hipokotylu rzodkiewnika pospolitego są silnie charakterystyczne dla włókien i wiązek przewodzących. Co więcej, te wzory ekspresji są zgodne z fenotypem komórek w mutantach z wyłączoną funkcją genu [83].

PODSUMOWANIE

Ściana komórkowa jest strukturą dynamiczną i interak-tywną, gdzie zmiany w ilości jednego składnika pociągają za sobą zmiany w ilości pozostałych składników, co prze-kłada się na sieć zależności genetycznych dotyczących ścia-ny komórkowej. Zmiany w jej strukturze (indukowane, związane z czynnikami środowiskowymi czy rozwojowy-mi), a przez to właściwościach mechanicznych są odbierane przez obecne w błonie komórkowej białka – sensory, które najprawdopodobniej należą do rodziny kinaz o charakterze receptorów (przede wszystkim białka WAK, THE, FEI, CO-BRA i PERK). Następnie sygnał jest przekazywany do ge-nów, powodując mechanizm kompensacyjny na poziomie transkrypcyjnym i potranslacyjnym, aby utrzymać prawi-dłowe parametry funkcjonale ściany komórkowej. Badania nad redukcją lignin wykazały istnienie mechanizmu kom-pensacyjnego pomiędzy ligninami a celulozą i hemicelulo-zami. Choć molekularne wytłumaczenie tego procesu jesz-cze nie jest w pełni wyjaśnione, to prawdopodobnie kom-pensacja ta odbywa się poprzez sieć zależności czynników transkrypcyjnych SND, NST i MYB, które sterują biosyntezą

lignin, celulozy i ksylanów. Prowadzi to do rearanżacji ścia-ny komórkowej oraz zmian w ilości i proporcjach poszcze-gólnych składników. Przykładowo obniżenie ilości lignin może być kompensowane przez zwiększenie się zawartości celulozy, jako głównego składnika odpowiedzialnego za wytrzymałość ściany komórkowej. Ponadto, dowiedziono, że modyfikacja ilością jednego składnika ściany komórko-wej powoduje zmiany w składzie i właściwościach surow-ca lnu — włókna oraz wyraźnie wpływa na jego parame-try użytkowe, a białka zaangażowane w syntezę lignin są reprezentowane przez wielogenowe rodziny. Przykładem może być już dobrze opisana i zidentyfikowana rodzina de-hydrogenaz alkoholowych, które redukują aldehydy feno-lowe do ich alkoholowych pochodnych.

PIŚMIENNICTWO1. Czemplik M, Boba A, Kostyn K, Kulma A, Mituła A, M S, Wróbel-

-Kwiatkowska M, Żuk M, Szopa J, Skórkowska-Telichowska K (2011) Flax engineering for biomedical application, W: Komorowska MA and Olsztynska-Janus S (red) Biomed Eng, Trends, Res Technol INTECH, str. 407-434

2. Preisner M, Wojtasik W, Kulma A, Zuk M, Szopa J (2014) Flax fiber, W: (red) Kirk-Othmer Encyclopedia of Chemical Technology. John Wiley and Sons, Inc

3. Charlet K, Jernot J-P, Breard J, Gomin M (2010) Scattering of morpho-logical and mechanical properties of flax fibres. Industrial Crops and Products 32: 220-224

4. Lev-Yadun S (2001) Intrusive growth – the plant analog of dendrite and axon growth in animals. New Phytologist 150: 508–512

5. Keegstra K (2010) Plant Cell Wall. Plant Physiol 154: 483-4866. Caffall KH, Mohnen D (2009) The structure, function, and biosynthesis

of plant cell wall pectic polysaccharides. Carbohydrate Res 344: 1879-1900

7. Plomion C, Leprovost G, Stokes A (2001) Wood Formation in Trees. Plant Physiol 127: 1513-1523

8. Voragen AJ, Coenen G-J, Verhoef R, Schols H (2009) Pectin, a versatile polysaccharide present in plant cell walls. Struct Chem 20: 263-275

9. Hamann T (2012) Plant cell wall integrity maintenance as an essential component of biotic stress response mechanisms. Front Plant Sci 3

10. Burton RA, Gidley MJ, Fincher GB (2010) Heterogeneity in the chem-istry, structure and function of plant cell walls. Nature Chem Biol 6: 724-732

11. Gierlinger N, Schwanninger M (2006) Chemical imaging of poplar wood cell walls by confocal Raman microscopy. Plant Physiol 140: 1246-1254

12. Astley OM, Donald AM (2003) The tensile deformation of flax fibres as studied by X-ray scattering. J Materials Sci 38: 165-171

13. Weng J-K, Li X, Bonawitz ND, Chappl C (2008) Emerging strategies of lignin engineering and degradation for cellulosic biofuel production. Cur Opin Biotechnol 19: 166-172

14. Fincher G (2009) Revolutionary times in our understanding of cell wall biosynthesis and remodeling in the grasses. Plant Physiol 149: 27-37

15. Taylor NG (2008) Cellulose biosynthesis and deposition in higher plants. New Phytologist 178: 239-252

16. Park S, Baker JO, Himmel ME, Parilla PA, Johnson DK (2010) Cellulose crystallinity index: measurement techniques and their impact on inter-preting cellulase performance. Biotechnol Biofuels 3

17. Hall M, Bansal P, Lee JH, Realff MJ, Bommarius AS (2010) Cellulose crystallinity – a key predictor of the enzymatic hydrolysis rate. FEBS J 277: 1571-1582

18. Bos HL, Oever MJAVD, Peters OCJJ (2002) Tensile and compressive properties of flax fibres for natural fibre reinforced composites. J Mate-rials Sci 37: 1683-1692


19. Bledzki AK, Mamun AA, Lucka-Gabor M, Gutowski VS (2008) The effects of acetylation on properties of flax fibre and its polypropylene composites. eXPRESS Polymer Lett 2: 413-422

20. Endler A, Persson S (2011) Cellulose Synthases and Synthesis in Arabi-dopsis. Mol Plant 4: 199-211

21. Buchanan M, Burton R, Dhugga K, Rafalski A, Tingey S, Shirley N, Fincher G (2012) Endo-(1,4)-β-Glucanase gene families in the grasses: temporal and spatial Co-transcription of orthologous genes1. BMC Plant Biol 12: 1-19

22. Li S, Bashline L, Lei L, Gu Y (2014) Cellulose synthesis and its regula-tion. Arabidopsis Book 13: 13

23. Hoch G (2007) Cell wall hemicelluloses as mobile carbon stores in non-reproductive plant tissues. Funct Ecol 21: 823-834

24. Scheller HV, Ulvskov P (2010) Hemicelluloses. Annu Rev Plant Biol 61: 263-289

25. Grabber JH (2005) How Do Lignin Composition, Structure, and Cross-Linking Affect Degradability? A Review of Cell Wall Model Studies This paper was originally presented at the Lignin and Forage Digestibility Symposium, 2003 CSSA Annual Meeting, Denver, CO Crop Sci 45: 820-831

26. Ordaz-Ortiz JJ, Marcus SE, Knox JP (2009) Cell wall microstructure analysis implicates hemicellulose polysaccharides in cell adhesion in tomato fruit pericarp parenchyma. Mol Plant 2: 910-921

27. Faik A, Price NJ, Raikhel NV, Keegstra K (2002) An Arabidopsis gene encoding an alpha-xylosyltransferase involved in xyloglucan biosyn-thesis. Proc Natl Acad Sci USA 99: 7797-7802

28. Liepman AH, Wilkerson CG, Keegstra K (2005) Expression of cellu-lose synthase-like (Csl) genes in insect cells reveals that CslA family members encode mannan synthases. Proc Natl Acad Sci USA 102: 2221-2226

29. Minic Z (2008) Physiological roles of plant glycoside hydrolases. Plan-ta 227: 723-740

30. Xiao C, Anderson C (2013) Roles of pectin in biomass yield and pro-cessing for biofuels. Frontiers Plant Sci 4: 1-7

31. Baley C, Le Duigou A, Bourmaud A, Davies P (2012) Influence of dry-ing on the mechanical behaviour of flax fibres and their unidirectional composites. Composites Part A: Appl Sci Manufacturing 43: 1226-1233

32. Alix S, Colasse L, Morvan C, Lebrun L, Marais S (2014) Pressure im-pact of autoclave treatment on water sorption and pectin composition of flax cellulosic-fibres. Carbohydrate Polymers 102: 21-29

33. Stolle-Smits T, Beekhuizen JG, Kok MTC, Pijnenburg M, Recourt K, Derksen J, Voragen AGJ (1999) Changes in cell wall polysaccharides of green bean pods during development. Plant Physiol 121: 363-372

34. Lionetti V, Cervone F, Bellincampi D (2012) Methyl esterification of pectin plays a role during plant-pathogen interactions and affects plant resistance to diseases. J Plant Physiol 169: 1623-1630

35. Harholt J, Suttangkakul A, Vibe Scheller H (2010) Biosynthesis of Pec-tin. Plant Physiol 153: 384-395

36. Decreux A, Messiaen J (2005) Wall-associated kinase WAK1 interacts with cell wall pectins in a calcium-induced conformation. Plant Cell Physiol 46: 268-278

37. Musialak M, Wróbel-Kwiatkowska M, Kulma A, Starzycka E,Szopa J (2008) Improving retting of fibre through genetic modification of flax to express pectinases. Transgenic Res 17: 133-147

38. Bourmaud A, Morvan C,Baley C (2010) Importance of fiber prepara-tion to optimize the surface and mechanical properties of unitary flax fiber. Industrial Crops Products 32: 662-667

39. Raj G, Balnois E, Baley C, Grohens Y (2011) Role of polysaccharides on mechanical and adhesion properties of flax fibres in Flax/PLA bio-composite. Internat J Polymer Sci 2011

40. Atkinson RG, Schröder R, Hallett IC, Cohen D, MacRae EA (2002) Overexpression of Polygalacturonase in transgenic apple trees leads to a range of novel phenotypes involving changes in cell adhesion. Plant Physiol 129: 122-133

41. Capodicasa C, Vairo D, Zabotina O, McCartney L, Caprari C, Mattei B, Manfredini C, Aracri B, Benen J, Knox JP, Lorenzo GD,Cervone F (2004) Targeted modification of homogalacturonan by transgenic ex-

pression of a fungal polygalacturonase Alters Plant Growth. Plant Physiol 135: 1294-1304

42. Liu H, Ma Y, Chen N, Guo S, Liu H, Guo X, Chong K,Xu Y (2014) Over-expression of stress-inducible OsBURP16, the β subunit of polygalac-turonase 1, decreases pectin content and cell adhesion and increases abiotic stress sensitivity in rice. Plant, Cell Environment 37: 1144-1158

43. Mohnen D (2008) Pectin structure and biosynthesis. Curr Opin Plant Biol 11: 266-277

44. Willats WG, Orfila C, Limberg G, Buchholt HC, van Alebeek GJ, Vora-gen AG, Marcus SE, Christensen TM, Mikkelsen JD, Murray BS, Knox JP (2001) Modulation of the degree and pattern of methyl-esterification of pectic homogalacturonan in plant cell walls. Implications for pec-tin methyl esterase action, matrix properties, and cell adhesion. J Biol Chem 276: 19404-19413

45. Raiola A, Lionetti V, Elmaghraby I, Immerzeel P, Mellerowicz EJ, Salvi G, Cervone F, Bellincampi D (2011) Pectin methylesterase is induced in Arabidopsis upon infection and is necessary for a successful coloniza-tion by necrotrophic pathogens. Mol Plant Microbe Interact 24: 432-440

46. Lionetti V, Giancaspro A, Fabri E, Giove SL, Reem N, Zabotina OA, Blanco A, Gadaleta A, Bellincampi D (2015) Cell wall traits as poten-tial resources to improve resistance of durum wheat against Fusarium graminearum. BMC Plant Biol 15: 6

47. Marty P, Jouan B, Bertheau Y, Vian B, Goldberg R (1997) Charge den-sity in stem cell walls of Solanum tuberosum genotypes and suscepti-bility to blackleg. Phytochemistry 44: 1435-1441

48. Lionetti V, Raiola A, Camardella L, Giovane A, Obel N, Pauly M, Fa-varon F, Cervone F,Bellincampi D (2007) Overexpression of pectin methylesterase inhibitors in Arabidopsis restricts fungal infection by Botrytis cinerea. Plant Physiol 143: 1871-1880

49. Zinnia H, González-Carranza ZA, Elliott KA, Roberts JA (2007) Ex-pression of polygalacturonases and evidence to support their role during cell separation processes in Arabidopsis thaliana. J Exp Botany 58: 3719-3730

50. Ridley BL, O’Neill MA, Mohnen D (2001) Pectins: structure, biosyn-thesis, and oligogalacturonide-related signaling. Phytochemistry 57: 929-967

51. Nguema-Ona E, Moore JP, Fagerström AD, Fangel JU, Willats WG, Hugo A,Vivier MA (2013) Overexpression of the grapevine PGIP1 in tobacco results in compositional changes in the leaf arabinoxyloglucan network in the absence of fungal infection. BMC Plant Biol 13: 46

52. Yadav PK, Singh VK, Yadav S, Yadav KD, Yadav D (2009) In silico analysis of pectin lyase and pectinase sequences. Biochemistry 74: 1049-1055

53. Jin Z, Katsumata KS, Lam TBT, Iiyama K (2006) Covalent linkages be-tween cellulose and lignin in cell walls of coniferous and nonconifer-ous woods. Biopolymers 83: 103-110

54. Day A, Ruel K, Neutelings G, Crônier D, David H, Hawkins S, Chab-bert B (2005) Lignification in the flax stem: evidence for an unusual lignin in bast fibers. Planta 222: 234-245

55. Vanholme R, Demedts B, Morreel K, Ralph J, Boerjan W (2010) Lignin biosynthesis and structure. Plant Physiol 153: 895-905

56. Gorshkova T, Morvan C (2006) Secondary cell-wall assembly in flax phloem fibres: role of galactans. Planta 223: 149-158.

57. Sattler SE, Funnell-Harris DL (2013) Modifying lignin to improve bio-energy feedstocks: strengthening the barrier against pathogens? Front Plant Sci 4: 70

58. Becker H (2008) Growing and hand processing Fiber Flax and Hemp for Hand Papermaking. International Conference on Flax and Other Bast Plants: 150-158

59. Sticklen MB (2008) Plant genetic engineering for biofuel production: towards affordable cellulosic ethanol. Nat Rev Genet 9: 433-443

60. Barakat A, Stephens J, Goldie A, Hunter WN, Marshall D, Hancoc RD, Lapierre C, Morreel K, Boerjan W, Halpin C (2011) Syringyl lignin is unaltered by severe sinapyl alcohol dehydrogenase suppression in To-bacco. Plant Cell 23: 4492-4506

61. Guo D-M, Ran J-H, Wang X-Q (2010) Evolution of the Cinnamyl/Si-napyl Alcohol Dehydrogenase (CAD/SAD) Gene Family: The Emer-


The development, differentiation and composition of flax fiber cells

Marta Preisner, Wioleta Wojtasik, Jan Szopa, Anna Kulma

Faculty of Biotechnology, University of Wroclaw, 63/77 Przybyszewskiego St., 51-148 Wrocław, Polande-mail: [email protected]

Key words: cell wall composition, flax fiber differentiation, flax fiber properties, flax, Linum usitatissimum

ABSTRACTHaving vascular origin, flax fiber belongs to the sclerenchyma (steroids) and its structure is limited to the cell wall. What determines fiber properties is its composition, which in practice means the composition of the secondary cell wall. It consists of four main polymers which constitute approximately 90% of the fiber: cellulose, hemicellulose, pectin, lignin, and a variety of secondary metabolites, proteins, waxes and inorganic compounds. The cell wall is a structure with a high complexity of both the composition and interactions of the particular elements between themselves. It is determined by differentiation and cell growth as well as environmental factors, biotic and abiotic stresses. The molecular background of these processes and mechanisms regulating the synthesis and rearrangement of secondary cell walls components are being intensively studied. In this work we described the latest news about the development, composition and metabolism of flax fiber cell wall components together with the molecular explanation of these processes.

gence of Real Lignin is Associated with the Origin of Bona Fide CAD. J Mol Evol 71: 202-218

62. Goffner D, Joffroy I, Grima-Pettenati J, Halpin C, Knight M, Schuch W, Boudet AM (1992) Purification and characterization of isoforms of cinnamyl alcohol dehydrogenase from Eucalyptus xylem. Planta 188: 48-53

63. Barakat A, Bagniewska-Zadworna A, Choi A, Plakkat U, DiLoreto DS, Yellanki P, Carlson JE (2009) The cinnamyl alcohol dehydrogena-se gene family in Populus: phylogeny, organization, and expression. BMC Plant Biol 9: 26

64. Saathoff AJ, Sarath G, Chow EK, Dien BS, Tobias CM (2011) Downre-gulation of cinnamyl-alcohol dehydrogenase in switchgrass by RNA silencing results in enhanced glucose release after cellulase treatment. PLoS One 6: e16416

65. Ma Q-H (2010) Functional analysis of a cinnamyl alcohol dehydroge-nase involved in lignin biosynthesis in wheat. J Exp Botany 61: 2735-2744

66. Li X, Bonawitz ND, Weng J-K, Chapple C (2010) The growth reduction associated with repressed lignin biosynthesis in Arabidopsis thaliana is independent of flavonoids. Plant Cell 22: 1620-1632

67. Wagner A, Donaldson L, Kim H, Phillips L, Flint H, Steward D, Torr K, Koch G, Schmitt U, Ralph J (2009) Suppression of 4-coumarate-CoA ligase in the coniferous gymnosperm Pinus radiata. Plant Physiol 149: 370-383

68. Kaur H, Shaker K, Heinzel N, Ralph J, Gális I, Baldwin IT (2012) Envi-ronmental stresses of field growth allow cinnamyl alcohol dehydro-genase-deficient Nicotiana attenuata plants to compensate for their structural deficiencies. Plant Physiol 159: 1545-1570

69. Bhinu V-S, Li R, Huang J, Kaminskyj S, Sharpe A, Hannoufa A (2009) Perturbation of lignin biosynthesis pathway in Brassica napus (canola) plants using RNAi. Can J Plant Sci 89: 441 453

70. Day A, Neutelings G, Nolin Fdr, Grec Sb, Habrant A, Croˆnier D, Ma-her B, Christia R, David Hln, Chabber B,Hawkins S (2009) Caffeoyl coenzyme A O-methyltransferase down-regulation is associated with modifications in lignin and cell-wall architecture in flax secondary xy-lem. Plant Physiol Biochem 47: 9-19

71. Fornalé S, Capellades M, Encina A, Wang K, Irar S, Lapierre C, Ruel K, Joseleau J-P, Berenguer J, Puigdomènech P, Rigau J, Caparrós-Ru-iz D (2012) Altered lignin biosynthesis improves cellulosic bioethanol production in transgenic maize plants down-regulated for cinnamyl alcohol dehydrogenase. Mol Plant 5: 817-830

72. Wróbel-Kwiatkowska M, Starzycki M, Zebrowski J, Oszmiański J, Szopa J (2007) Lignin deficiency in transgenic flax resulted in plants with improved mechanical properties. J Biotechnol 128: 919-934

73. Preisner M, Kulma A, Zebrowski J, Dymińska L, Hanuza J, Arendt M, Starzycki M, Szopa J (2014) Manipulating cinnamyl alcohol dehydro-genase (CAD) expression in flax affects fibre composition and proper-ties. BMC Plant Biol 14: 50

74. Wang Y, Chantreau M, Sibout R, Hawkins S (2013) Plant cell wall ligni-fication and monolignol metabolism. Front Plant Sci 4: 200

75. Chen Y-R, Sarkanen S, Wang Y-Y (2012) Lignin-degrading enzyme ac-tivities. Meth Mol Biol 908: 251-268

76. Pedersen JF, Vogel KP, Funnell DL (2005) Impact of reduced lignin on plant fitness. Crop Sci 45: 812-819

77. Vanholme R, Morreel K, Darrah C, Oyarce P, Grabber JH, Ralph J, Bo-erjan W (2012) Metabolic engineering of novel lignin in biomass crops. New Phytologist 196: 978-1000

78. Vermerris W, Sherman DM, McIntyre LM (2010) Phenotypic plasticity in cell walls of maize brown midrib mutants is limited by lignin com-position. J Exp Bot 61: 2479-2490

79. Hu WJ, Harding SA, Lung J, Popko JL, Ralph J, Stokke DD, Tsai CJ, Chiang VL (1999) Repression of lignin biosynthesis promotes cellulose accumulation and growth in transgenic trees. Nature Biotechnol 17: 808-812

80. Arvo Tullus, Mandre M, Soo T, Tullus H (2010) Relationships between cellulose, lignin and nutrients in the stemwood of hybrid aspen in es-tonian plantations. Cellulose Chem Technol 44: 101-109

81. Bjurhager I, Olsson A-M, Zhang B, Gerber L, Kumar M, Berglund LA, Burgert I, Sundberg B, Salmén L (2010) Ultrastructure and mechanical properties of populus wood with reduced lignin content caused by transgenic down-regulation of cinnamate 4-hydroxylase. Biomacro-molecules 11: 2359-2365

82. Hamann T, Denness L (2011) Cell wall integrity maintenance in plants: lessons to be learned from yeast? Plant Signal Behav 6: 1706-1709

83. Hussey SG, Mizrachi E, Creux NM, Myburg AA (2013) Navigating the transcriptional road map regulating plant secondary cell wall deposi-tion. Front Plant Sci 4: 325

84. Zhao Q, Dixon RA (2011) Transcriptional networks for lignin biosyn-thesis: more complex than we thought? Trends Plant Sci 16: 227-233

85. Shuang-Yan Zhang, Ben-Hua Fei, Yan Yu, Hai-Tao Cheng,Wang C-G (2013) Effect of the amount of lignin on tensile properties of single wood fibers. Forest Sci Practice 15

86. Ringli C (2010) Monitoring the outside: cell wall-sensing mechanisms. Plant Physiol 153: 1445-1452

87. Seifert GJ, Blaukopf C (2010) Irritable walls: the plant extracellular ma-trix and signaling. Plant Physiol 153: 467-478

88. Zhong R, Lee C, Zhou J, McCarthy RL, Ye Z-H (2008) A battery of transcription factors involved in the regulation of secondary cell wall biosynthesis in Arabidopsis. Plant Cell 20: 2763-2782

89. Zuk M, Richter D, Matyła J, Szopa J (2015) Linseed, the multipurpose plant. Industrial Crops and Products [in press, corrected proof]

90. Martens E, Lowe E, Chiang H, Pudlo N, Wu M, McNulty N, Abbott D, Henrissat B, Gilbert H, Bolam D, Gordon J (2011) Recognition and degradation of plant cell wall polysaccharides by two human gut sym-bionts. PLoS Biol 9: e1001221

Rozwój, różnicowanie się i skład komórek włókna lnianego · ków nie posiada) [1]. Z kolei...

Documents

Transcript of Rozwój, różnicowanie się i skład komórek włókna lnianego · ków nie posiada) [1]. Z kolei...