ROZDZIAŁ 17 ANALIZA PRZEPŁYWOWA W …...Rozdział 17 ROZDZIAŁ 17 ANALIZA PRZEPŁYWOWA W OCHRONIE...

RRoozzddzziiaałł 1177

ROZDZIAŁ 17 ANALIZA PRZEPŁYWOWA W OCHRONIE ŚRODOWISKA

Krystyna Pyrzyńska, Ewa Poboży, Marek Trojanowicz

Wydział Chemii, Uniwersytet Warszawski, ul. Pasteura 1, 02-093 Warszawa

STRESZCZENIE Jedne z ważniejszych wymagań współczesnej analizy środowiskowej, prowadzonej zarówno laboratoryjnie, jak i w warunkach procesowych, to krótki czas wykonania oznaczeń oraz jak najdalej posunięta mechanizacja postępowania lub automatyzacja układu pomiarowego, umożliwiająca jego funkcjonowanie bez kontroli personelu. Prowadzenie pomiarów zmian zawartości kontrolowanych parametrów chemicznych i fizyko-chemicznych środowiska, z ich rejestracją w czasie zbliżonym do reżimu czasu rzeczywistego, w dużym stopniu umożliwiają metody analizy przepływowej. Ich istotą jest prowadzenie pomiaru analitycznego w trakcie przepływu próbki przez detektor. W monitoringu przemysłowym, najczęściej w układach pomiarowych bez etapu przetwarzania próbki, szereg metod stosowanych jest od wielu dziesiątków lat, zarówno do kontroli przebiegu procesów, jak i związanej z nimi ochrony środowiska. Postęp w tej dziedzinie w ostatnich latach polega na coraz szerszym zastosowaniu -do ciągłego monitoringu- metod i urządzeń wymagających przeprowadzenia różnych operacji przetwarzania analizowanej próbki takich, jak: - zbuforowanie, - przetwarzanie analitu (derywatyzacji) w produkt umożliwiający detekcję, - do usunięcia przeniesienie do innej fazy.

Rozwój laboratoryjnych metod analizy przepływowej zapoczątkowały w latach pięćdziesiątych oznaczenia w układach z segmentowaniem strumienia w celu ograniczenia dyspersji próbki w układzie pomiarowym. Metody te zastosowane początkowo głównie w laboratoriach klinicznych, w ostatnich latach są rutynową metodą oznaczeń wielu składników w ściekach i kontroli jakości wód przy użyciu przyrządów dostępnych u wielu producentów.

Usprawnienie laboratoryjnych metod analizy przepływowej osiąga się poprzez rezygnację z rejestrowania sygnału równowagowego i oparcie oznaczenia analitycznego na pomiarze chwilowym sygnału w detektorze. Oznaczenia takie prowadzi się głównie w układach pomiarowych bez segmentowania strumienia, z dozowaniem próbek o niewielkiej objętości próbki (od kilku mikrolitrów do ułamków mililitra). Metodologie FIA (przepływowej analizy wstrzykowej) lub SIA (sekwencyjnej analizy wstrzykowej) przy użyciu wielu dostępnych handlowo instrumentów coraz powszechniej stosowane są w analizie środowiskowej i coraz częściej są wprowadzane do aktów prawnych z nią związanych. Układy takie, odpowiednio połączone z urządzeniami spektroskopowymi lub wysokosprawnymi chromatografami (zapewniającymi możliwość oznaczania wielu składników w jednym cyklu analitycznym), mogą być bardzo pomocne w badaniach specjacyjnych i analizie próbek środowiskowych o złożonych matrycach. 1. WPROWADZENIE Analiza chemiczna, jak każdy obszar działalności człowieka wykorzystujący osiągnięcia nauki i rozwój różnorodnych technologii, ulega ciągłemu rozwojowi i doskonaleniu, Jest to wymuszane głównie rosnącym zapotrzebowaniem na wyniki analityczne, ale także stymulowane rozwojem nowych technologii, odkryciami nowych zjawisk i materiałów oraz konkurencją intelektualną sprzyjającą postępowi w nauce i technice. Rozwój metod analizy przepływowej jest odbiciem wielu tendencji


371

dotyczących całej chemii analitycznej, stanowiącej podstawę współczesnej analizy chemicznej. Potrzeba mechanizacji i automatyzacji postępowania analitycznego, konieczność ciągłej poprawy wydajności, rosnące wymogi dotyczące precyzji i dokładności, to tendencje widoczne w każdym obszarze zastosowań analizy chemicznej. Działania bardziej wyszukane to zaangażowanie mikroelektroniki i mikromechaniki w miniaturyzacji instrumentarium analitycznego, wspomaganie znanych pomiarowych metod fizyko-chemicznych wykorzystywaniem oddziaływań biochemicznych znanych z organizmów żywych, czy też angażowaniem równie zaawansowanych metod informatycznych i sztucznej inteligencji do przetwarzania i operowania zbiorami danych na potrzeby analizy chemicznej.

Analiza przepływowa to jedna z najowocniej stosowanych metod mechanizacji poszczególnych etapów postępowania analitycznego. Na uwagę w tym miejscu zasługuje określenie mechanizacja, zamiast powszechnie automatyzacja. To ostatnie dotyczy złożonych układów pomiarowych, nie tylko mechanicznie wykorzystujących pewne czynności (rozcieńczanie, przenoszenie roztworów, dozowanie próbek, itp.), ale również wyposażonych w układy kontrolne funkcjonujących samodzielnie w reżimie sprzężenia zwrotnego w podejmowaniu decyzji, np. o zmianie parametrów wykonywanego oznaczenia [1,2].

Analiza przepływowa to jedna z szeregu koncepcji mechanizacji postępowania analitycznego obok konstruowania bardzo skomplikowanych i wymyślnych analizatorów dyskretnych, pakietowych, wirówkowych czy równoległych [2]. Jej istotą jest prowadzenie etapu detekcji analitu w warunkach przepływu analizowanej próbki przez detektor. Niesie to za sobą szereg istotnych konsekwencji, jak odpowiednia konstrukcja detektora, możliwość wykorzystania efektów kinetycznych i modulowania szybkości transportu analitu do czułego elementu detektora, konieczność efektywnego zbierania i przetwarzania danych pomiarowych, czy też konieczność szczególnie starannego kontrolowania tzw. błędu przenoszenia, a także pewne zalety i ograniczenia z wykorzystywaniem, jako źródła informacji analitycznej, sygnału chwilowego, a nie równowagowego.

Trudno dokładnie określić początki zastosowań analizy przepływowej. Wydaje się, że były nimi procesowe pomiary elektrochemiczne przewodnictwa, potencjału redoks i pH prowadzone w instalacjach przemysłowych oraz oczyszczalniach wód i ścieków już w latach czterdziestych ubiegłego wieku. Zwyczajowo, nie włącza się do pojęcia analizy przepływowej metod chromatograficznych, pomimo prowadzenia detekcji w przepływowych detektorach, która w wersji kolumnowej ma już stuletnią historię. Początkiem rozwoju laboratoryjnych metod analizy przepływowej było opracowanie przez Skeggsa w roku 1957 [3] koncepcji pomiarów przepływowych z segmentowaniem strumienia w celu ograniczenia dyspersji próbki w układzie. W połowie lat siedemdziesiątych prace Ruzicki i Hansena [4] inicjują rozwój metod wstrzykowych analizy przepływowej, chociaż można się doszukać w literaturze kilku wcześniejszych podobnych prac. Każda z tych metodyk przechodziła różne fazy rozwoju, cieszyła się w różnych obszarach analizy chemicznej różnym zainteresowaniem i ze zróżnicowanym powodzeniem uzyskiwała status rutynowej metody analitycznej z dostępną handlowo instrumentacją, odpowiednią legislacją i zastosowaniami. Nie zawsze nawet dostępność handlowa odpowiedniej aparatury oznacza, że metody można zaliczyć do rutynowych ze względu na ich nieobecność wśród norm i regulacji prawnych w różnych krajach. W chwili obecnej analiza środowiskowa i procesowa to najważniejsze obszary zastosowań metod analizy przepływowej.


372

2. METODY ANALIZY PRZEPŁYWOWEJ Istniejące i stosowane metody analizy można różnie klasyfikować pod względem konstrukcji aparatury pomiarowej, sposobu prowadzenia pomiaru, obszaru zastosowań, stosowanych instrumentalnych metod detekcji, stanu skupienia wprowadzanych próbek czy rodzaju fazy, w której prowadzi się oznaczania analityczne. Z punktu widzenia praktycznych zastosowań rozróżnić trzeba metody (i instrumentacje), w których analizowaną próbkę ciekłą lub gazową wprowadza się do układu w sposób ciągły (bez próbkowania) i metody, w których próbki o określonej objętości lub masie wprowadza się do układu pomiarowego różnymi sposobami w odpowiednim reżimie czasowym.

Pierwsze z tych metod, z ciągłym poborem analizowanej próbki, stosowane są głównie w analizie procesowej przy instalacjach, gdzie konieczny jest ciągły monitoring zawartości jakiegoś składnika lub składników. Rzadziej występuje taka potrzeba w skali laboratoryjnej. W różnym stopniu prowadzone są takie oznaczenia metodami detekcji nie wymagającymi przetwarzania analitu, jak i metodami z zastosowaniem reakcji chemicznej w celu wytworzenia produktu, którego zawartość mierzona jest następnie w detektorze.

Metody z periodycznym próbkowaniem to głównie domena systemów laboratoryjnych, chociaż nie wyłącznie. Rozróżnić tu można trzy grupy metod. W metodach ciągłych z segmentowaniem strumienia (ang. Continuous Flow Analysis- CFA) do przewodów wprowadza się regularne pęcherzyki powietrza w celu ograniczenia dyspersji analitu w warunkach przepływowych dla otrzymania jak najlepszej efektywności oznaczeń (skrócenia czasu oznaczeń). Próbki są zasysane do układu na zmianę z roztworem nośnym [5]. W szeregu różnych tzw. metod wstrzykowych do układu bez segmentowania strumienia dozuje się mikrolitrowe objętości próbki. W przepływowej analizie wstrzykowej (ang. Flow Injection Analysis- FIA) wstrzykuje się próbkę do nośnika płynącego w układzie w sposób ciągły [6-8]. W metodzie z sekwencyjnym wstrzykiwaniem (ang. Sequential Injection Analysis -SIA) poprzez zastosowanie odpowiednich rozwiązań konstrukcyjnych do układu wprowadza się kolejno kilka stref próbki i odczynników, które mieszając się na drodze do detektora, umożliwiają przeprowadzenie detekcji analitu [9]. W metodach tych, na drodze od wstrzyknięcia próbki do detektora, wykonywanych może być szereg różnorodnych metod przetwarzania próbki. Z kolei w metodzie bezpośredniego wstrzyknięcia do detektora (ang. Batch Injection Analysis -BIA), co można określić jako bezprzewodową analizę przepływowo-wstrzykową, dozuje się niewielką objętość próbki bezpośrednio na czułą powierzchnię elementu detekcyjnego [10]. W jeszcze innej odmianie metod wstrzykowych – analizie z wstrzykiwaniem zawiesiny cząstek stałych (ang. Bead Flow Injection Analysis -BFIA), przetwarzanie analitu łącznie z detekcją, odbywa się na powierzchni cząstek odpowiednio dobranych stałych materiałów, wprowadzanych do układu przepływowego [11]. Przykładowe schematy przepływowych układów FIA i SIA przedstawiono na Rysunku 1.


373

Przepływowa analiza wstrzykowa (FIA)

Sekwencyjna analiza wstrzykowa (SIA)

Rys. 1. Schematy przepływowych układów FIA i SIA

3. METODY PRZEPŁYWOWE W PROCESOWEJ ANALIZIE ŚRODOWISKOWEJ

Analiza procesowa to olbrzymi dział współczesnej chemii analitycznej, rozwijany od ponad półwiecza na pograniczu chemii i technologii chemicznej. Chociaż marginalnie traktowany w kształceniu akademickim analityków, ma już obszerną literaturę monograficzną i olbrzymią różnorodność specjalnie do tego celu konstruowanych przyrządów pomiarowych [12-16]. Obok najpowszechniej stosowanych analizatorów spektrofotometrycznych UV/VIS i elektrochemicznych, w analizie procesowej są szeroko stosowane chromatografy gazowe i cieczowe, a także spektrofotometry w zakresie podczerwieni i Ramanowskie spektrofotometry mas i rezonansu jądrowego. Sposób wykorzystania analitycznych instrumentów procesowych sprawia, że w większości są to analizatory przepływowe, gdzie detekcja następuje w trakcie przepływu próbki ciekłej lub gazowej przez detektor lub też odpowiednio skonstruowana sonda (czujnik) wprowadzana jest bezpośrednio do strumienia. W szeregu przypadkach, gdy warunkuje to sam proces pomiarowy, analizatory są

Ściek Roztwór nośny

Odczynnik

Pompa

Próbka

Detektor

Spirala - mieszalnik

Ściek

Pompa

Roztwór nośny

Próbka

Detektor

Odczynnik Standard

Zawór selekcyjny Spirala -

mieszalnik


374

również urządzeniami o periodycznym cyklu pomiaru, jak na przykład chromatografy procesowe czy spektrofotometry mas i NMR.

Ogólnie do podstawowych celów analizy procesowej należy kontrola przebiegu i bezpieczeństwa procesu, kontrola jakości surowców, półproduktów i produktów, kontrola energochłonności procesu i zanieczyszczenia środowiska. Skuteczność zastosowania analizatora o danych parametrach funkcjonalnych do kontroli procesu wyraża parametr określany jako „mierzalność” (ang. measurability) uwzględniający precyzję oznaczeń, częstość pobierania próbki do oznaczenia, opóźnienie w otrzymywaniu wyniku oznaczeń [16]. Istotne może być również miejsce zainstalowania analizatora do monitorowania procesu [17]. Zasadniczy wpływ na rentowność zainstalowania analizatora procesowego ma również praktyka konserwacji i obsługi analizatora [18]. Procesowe pomiary analityczne prowadzone mogą być laboratoryjnie, z dala od instalacji lub bezpośrednio przy strumieniu technologicznym przy użyciu sond zanurzeniowych, analizatorów z ciągłym lub periodycznym poborem próbki [19], a także z zastosowaniem nieinwazyjnych metod detekcji. Analizatory instalowane przy strumieniu technologicznym z reguły dość istotnie różnią się od analogicznych instrumentów laboratoryjnych, m.in. niezbędną odpornością na agresywne chemiczne otoczenie i na zakłócenia pola elektrycznego, koniecznością wyposażenia w układy transmisji danych i zdalnego sterowania oraz szczególnie trwałością i niezawodnością.

Procesowe analizatory środowiskowe to bardzo szeroka gama urządzeń stosowanych do kontroli poziomu zanieczyszczeń ścieków i otoczenia wokół różnorodnych instalacji procesowych, jak i procesów uzdatniania ścieków, czy oczyszczania gazów odlotowych oraz procesów oczyszczania wód naturalnych do zastosowań komunalnych lub przemysłowych.

Do oznaczeń (monitorowania) poziomu różnych składników w roztworach (wodach, ściekach) najpowszechniej stosuje się analizatory spektrofotometryczne i elektrochemiczne, chociaż stosowane są także analizatory w zakresie nadfioletu i podczerwieni oraz fluorymetryczne. Typowy analizator procesowy wytwarzany i instalowany jest urządzeniem kontrolowanym mikroprocesowo, wyposażonym w układy programowania przez użytkownika, autokalibrowania, alarmowe o awarii lub przekroczeniu zakresu stężeń, wspomagania i samodzielnego uruchamiania w razie przerwy w zasilaniu oraz transmisji danych. Analizatory spektrofotometryczne przeznaczone do badań środowiskowych oparte są głównie na absorpcji światła przez barwne produkty reakcji analitu z odpowiednim odczynnikiem, a także na miareczkowaniach kwasowo-zasadowych lub kompleksometrycznych z fotometryczna detekcją punktu końcowego. Produkuje je wiele firm w różnych krajach, m.in. Seres we Francji [20], Hatch w USA [21], Skalar w Holandii [22]. Lange w Niemczech [23], Polymetron w Szwajcarii [24] i wiele innych. I tak na przykład w szerokiej ofercie firmy Seres, oprócz analizatorów wielu nieorganicznych kationów i anionów, znaleźć można na potrzeby analizy wody i ścieków przepływowe analizatory do oznaczeń hydrazyny i fenoli, do oznaczania zawartości całkowitego węgla organicznego (TOC), analizator z detekcją w zakresie bliskiej podczerwieni, czy do oznaczania zawartości olejów wodzie i ściekach, również z detekcją w podczerwieni. Analizator typu OPAL (ang. Organic Pollution Alarm), firmy GLI International [25], umożliwia detekcję lotnych związków organicznych z detektorem fotojonizacyjnym. Sondę do procesowych pomiarów azotanów w oparciu o absorpcję promieniowania w zakresie UV oferuje firma Dr Lange [23].

Dużą grupą przepływowych analizatorów procesowych o szerokich zastosowaniach środowiskowych są analizatory elektrochemiczne z zastosowaniem


375

elektrod jonoselektywnych. Są to m.in. urządzenia wspomnianych już firm Polymetron oraz GLI Interantional, Contronic ze Szwecji czy Environment S.A. z Francji [26]. Produkowane są także analizatory procesowe do jednoczesnych oznaczeń, np. amoniaku, fluorków i azotanów w wodach i ściekach [27], a najnowszy system BlueBox z firmy Bran and Luebbe [27] może służyć do jednoczesnej kontroli i transmisji danych ze 100 różnych czujników i detektorów. W wielu różnorodnych analizatorach procesowych wykorzystuje się detekcję amperometryczną, np. do oznaczeń rozpuszczonego tlenu, hydrazyny, wolnego chloru, ozonu oraz azotanów, co oferuje firma Polymetron [24]. Ten sam producent dostarcza analizator przepływowy do oznaczeń metanolu przy kontroli procesów biologicznej denitryfikacji na biofiltrach oraz w ściekach z zastosowaniem bioczujnika. Amperometryczna detekcja z bioczujnikiem bakteryjnym jest wykorzystywana z kolei w analizatorze przepływowym do ciągłych pomiarów biologicznego zapotrzebowania tlenu (BZT) japońskiej firmy Nissin Electric.

4. LABORATORYJNE ANALIZATORY Z CIĄGŁYM PRZEPŁYWEM W OCHRONIE ŚRODOWISKA Koncepcja laboratoryjnych analizatorów z ciągłym przepływem i segmentowaniem strumienia pęcherzykami powietrza powstała pod koniec lat pięćdziesiątych i doprowadziła do mechanizacji wszystkich operacji związanych z przeprowadzaniem tzw. analiz mokrych we wszelkiego rodzaju laboratoriach analitycznych. Było to wynikiem prowadzenia w warunkach przepływu, z ograniczoną dyspersją próbki, jednocześnie wielu operacji przetwarzania próbki i różnorodnych detekcji. W bardzo krótkim okresie od opublikowania pierwszej pracy i opatentowania wynalazku, zaczęły być dostępne rutynowe przyrządy AutoAnalyzer firmy Technicon, które w pierwszym rzędzie szeroko zostały zastosowane w laboratoriach klinicznych, ale stopniowo również w laboratoriach środowiskowych, rolniczych oraz przemysłowych [5,28,29]. Analizatory w ciągu następnych ok. 20 lat ewoluowały w laboratoriach klinicznych do postaci złożonych kombajnów przeznaczonych do szybkich oznaczeń wieloskładnikowych, jak np. SMAC Technicona, lecz mimo tego zostały stosunkowo wcześnie wyparte przez różnorodne analizatory dyskretne z wielu firm. Nie miało już na to wpływu modyfikowanie tych analizatorów w stronę sprawnych urządzeń jednostrumieniowych według technologii kapsułkowych (ang. capsule chemistry technology), jak np. analizator kliniczny CHEM-1 firmy Technicon.

Wolniej akceptowane i udoskonalane, głównie w laboratoriach producentów, analizatory przepływowe z segmentowaniem strumienia i rejestracją sygnału równowagowego produkowane są praktycznie wyłącznie dla laboratoriów środo-wiskowych i przemysłowych przez kilka wyspecjalizowanych firm w różnych krajach (np. Bran and Luebbe w Niemczech [27], Lachat Instruments w USA [30], Skalar w Holandii [22], Alliance Instruments we Francji [31] czy Burkard z Wielkiej Brytanii [32]). Nie stanowią one od wielu lat przedmiotu badań, których wyniki publikowane byłyby w czasopismach naukowych o międzynarodowym obiegu. Oprócz danych literaturowych i opisów dostarczonych przez producentów źródłem informacji mogą być zbiory standardowych metod oznaczeń, np. kolorymetryczne oznaczanie azotu amonowego [33] lub azotanów(III) i (V) w wodach [34].

Laboratoryjne analizatory przepływowe konstruowane w ostatnich latach na potrzeby laboratoriów środowiskowych to z reguły urządzenia modułowe do równoczesnych oznaczeń od kilku do kilkunastu różnych składników z zastosowaniem detekcji spektrofotometrycznej lub potencjometrycznej z membranowymi elektrodami


376

jonoselektywnymi. Z reguły umożliwiają one oznaczenia do kilkudziesięciu próbek w ciągu godziny, a liczba opracowanych i dostarczanych użytkownikowi metod zastosowań w wielu przypadkach sięga kilkuset, włączając metodologie oznaczeń np. w produktach spożywczych, nawozach sztucznych, ekstraktach glebowych czy preparatach farmaceutycznych. Są to głównie oznaczenia różnorodnych składników nieorganicznych w wodach i ściekach. Są to również anality organiczne, np. detergenty, fenol, mocznik oraz związki metaloorganiczne ołowiu oraz szereg różnych parametrów - chemiczne zapotrzebowanie tlenu, twardość wody, zawartość azotu (metodą Kjedahla), całkowita kwasowość czy alkaliczność. W wielu przypadkach, np. dla analizatorów TRAACS z Bran and Luebbe czy analizatorów z firmy Lachat, wskazane są regulacje, które dotyczą opracowanych metod przez różne organizacje krajowe i międzynarodowe (ISO, EPA, AOAC, itd.) W wielu przypadkach analizator przepływowy do specyficznych oznaczeń może być wyposażony w inne detektory, np. analizator SAN oferowany przez firmę Skalar może współpracować z fotometrem płomieniowym w oznaczeniach sodu i potasu w wyciągach glebowych i nawozach sztucznych oraz detektorem absorpcji promieniowania podczerwonego w przypadku oznaczania zawartości całkowitego węgla organicznego metodą nadsiarczanową. Szereg analizatorów firmy Lachat sprzężonych jest z wysokosprawnymi chromatografami jonowymi.

Jedną z najbardziej atrakcyjnych zalet analizatorów przepływowych jest zmechanizowane prowadzenie różnych operacji przetwarzania próbki, takich jak rozcieńczanie czy reakcje z różnymi odczynnikami. Są to również operacje dużo bardziej złożone i pracochłonne, gdy wykonuje się je manualnie lub w układach dyskretnych, takich jak np. mineralizacja w przypadku oznaczania całkowitej zawartości azotu lub fosforu czy też przepływowa destylacja w oznaczeniach fenolu, fluorków lub cyjanków. W przypadku złożonych oznaczeń, wymagających kilku operacji i dla bardzo złożonych próbek - np. silnie obciążonych ścieków- stosowane są laboratoryjne analizatory jednoskładnikowe, jak np. jednokanałowy analizator TRAAC z Bran and Luebbe wyposażony w przepływowy dializer, urządzenie SINGLE z firmy Alliance Instruments do oznaczeń fenolu, cyjanków lub zawartości węgla organicznego, a także analizator zawartości amoniaku oferowany przez firmę Timberline Instruments [35].

5. ZASTOSOWANIE METOD PRZEPŁYWOWO-WSTRZYKOWYCH W ANALIZIE ŚRODOWISKOWEJ W odróżnieniu od metod klasycznych i analizatorów z segmentowaniem strumienia, zastosowanie analizy wstrzykowej daje możliwość przeprowadzenia pomiaru przed osiągnięciem stanu równowagowego. Dopóki tylko konfiguracja układu pozostaje bez zmiany, sygnał równowagowy nie jest warunkiem koniecznym pomiaru. W przypadku technik FIA i SIA możliwe jest więc prowadzenie w sposób zmechanizowany różnorodnych procedur analizy środowiskowej ze znacznie większą częstotliwością.

Konstrukcja układu przepływowego zależy zarówno od aspektów chemicznych pomiaru jak i układu detekcyjnego. Układy charakteryzujące się małą dyspersją strefy próbki stosowane są do oznaczeń, gdzie nie jest wymagana modyfikacja próbki, ze względu na zastosowaną selektywną metodę detekcji. Często w celu osiągnięcia odpowiedniej czułości i selektywności pomiaru konieczne jest zmodyfikowanie składu próbki w układach o większej dyspersji. Część reakcyjna układów przepływowych może zawierać moduły do rozdzielania, w których wykorzystuje się procesy dyfuzji, dializy i ekstrakcji lub reaktory, gdzie zachodzą procesy redoks, sorpcji, wymiany


377

jonowej, a także reakcje enzymatyczne lub immunochemiczne. Przepływowe techniki wstrzykowe można także zastosować do oznaczeń wieloskładnikowych poprzez zmianę konfiguracji układu (równoległe lub szeregowe ustawienie odpowiednich detektorów) oraz wykorzystując zróżnicowaną kinetykę reakcji analitów.

5.1. Zastosowanie technik FIA i SIA z detekcją spektrofotomeryczną i elektroche-miczną Najwięcej prac literaturowych poświęconych jest zastosowaniu technik FIA i SIA w analizie próbek różnego rodzaju wód - powierzchniowych, gruntowych, wody pitnej czy morskiej. Inne rodzaje analizowanych próbek środowiskowych to ścieki, osady, powietrze i aerozole. W próbkach wód oznaczane są zarówno makroskładniki, do których można zaliczyć Na, K, Ca, Mg, chlorki, azotany, siarczany, fosforany, jony amonowe, występujące na poziomie stężeń mg l-1, jak i mikroskładniki: niektóre jony nieorganiczne (fluorki, azotyny, cyjanki), metale, związki organiczne i metaloorganiczne występujące na poziomie śladowym. Ze względu na swoje zalety, metody przepływowe od lat stosowane są do ciągłego monitorowania wybranych składników wód. Niejednokrotnie w takich analizach wymagane jest wstępne przygotowanie próbki oraz jej przefiltrowanie. W przypadku monitorowania ważne jest, aby te etapy można było także przeprowadzić w układzie przepływowym. Wang i in. [36] przedstawili automatyczny układ FIA umożliwiający ciągłą filtrację próbek wody rzecznej za pomocą ultradźwięków z wydajnością 90%. W układzie takim oznaczano PO4

3-, NO2-, NO3

- i NH4+. Szczególnie ważne w ochronie środowiska jest także

kontrolowanie poziomu stężeń związków organicznych, takich jak pestycydy, pochodne fenolowe, związki powierzchniowo-czynne. Poniżej przedstawiono tylko najnowsze wybrane prace dotyczące zastosowania technik FIA i SIA w analizie środowiskowej.

W analizie środowiskowej ważne jest również opracowanie metod umożliwia-jących badania specjacyjne oraz jednoczesne oznaczanie wielu składników. Jednym ze sposobów realizacji takich pomiarów jest stosowanie jednocześnie kilku detektorów, np. detektorów potencjometrycznych z zintegrowanymi elektrodami jonoselektywnymi [37,38]. Jednoczesne oznaczenie fluorków i związków fenolowych możliwe było z zastosowaniem jonoselektywnej elektrody fluorkowej i detektora amperometrycznego [39] . Zautomatyzowane układy SIA, o konstrukcji umożliwiającej wieloskładnikowe pomiary NO2

-, NO3-, NH4

+, PO43-, całkowitego azotu i fosforu mogą być stosowane do

monitorowania ich stężeń w ściekach [40]. Układy FIA/SIA stosowane są również do oznaczania pierwiastków

występujących w próbce na różnych stopniach utlenienia [41]. Najczęściej jedna z form jest oznaczana bezpośrednio, a następnie po reakcji utlenienia lub redukcji oznaczane jest całkowite stężenie analitu. Stężenie drugiej formy określane jest z różnicy pomiędzy uzyskanymi wynikami. W taki sposób mogą być oznaczane azotany (III)/(V), Cr(III) / Cr(VI) [42], Fe(II)/ Fe(III) [43,44] oraz Se(IV)/(VI) [45]. W oznaczeniach specjacyjnych żelaza stosowano również układy z dwoma detektorami [46]. Zawartość Fe(II) oznaczano z zastosowaniem detektora spektrofotometrycznego, a całkowite stężenie żelaza metodą FAAS. Wprowadzanie próbki pomiędzy dwie strefy reagentów, możliwe w układach SIA, umożliwiło jednoczesne oznaczenie NO2

- i NO3- oraz Fe(II)

i Fe(III) [47]. Wprowadzenie dodatkowo etapu ekstrakcji do fazy organicznej pozwoliło poprawić selektywność i czułość oznaczenia Cr(VI) i całkowitej zawartości chromu [48]. Nowy, automatyczny układ FIA do specjacji związków azotu w wodzie morskiej zaprezentowali Tovar i in. [49]. Metoda opiera się na pomiarze absorbancji barwników azowych powstałych w reakcji azotanów(III) z N-(1-naftylo)etylenodiaminą i sulfanilamidem. Jony amonowe oznaczano po utlenieniu do azotanów(III),


378

a azotany(V) po redukcji do azotanów(III). Przegląd technik FIA stosowanych do specjacji glinu w próbkach środowiskowych przedstawiono w pracach [50,51].

Wymagania stawiane metodom analitycznym stosowanym w analizie próbek środowiskowych, to konieczność oznaczania danego związku występującego w małym stężeniu i niejednokrotnie w złożonej matrycy. Takie wymagania spełnia, w przypadku oznaczania pestycydów, technika FIA w połączeniu z bioczujnikami i układami immunochemicznymi. Do oznaczania pestycydów stosowano potencjometryczną detekcję opartą na inhibitowaniu, acetylocholinoesterazy unieruchomionej w przepływowym reaktorze enzymatycznym [52-54]. Enzym może być unieruchomiony w warstwie polimeru na powierzchni elektrody platynowej [55] lub na powierzchni elektrod uzyskanych techniką sitodruku [56,57] Zastosowanie układu z trzema enzymami umożliwiło jednoczesne oznaczanie kilku związków [54]. Zastosowanie układu FIA z elektrodą grafitową z unieruchomioną tyrozynazą pozwala uzyskać wyniki zgodne z uzyskanymi oficjalnie uznaną metodą określania poziomu związków fenolowych w próbkach środowiskowych [58].

Do oznaczania herbicydu kwasu 2,4-dichlorofenoksyoctowego (2,4-D), stosowano układy FIA z różnymi reaktorami immunochemicznymi i detekcją amperometryczną [59]. Jako najlepszy uznano kolumnowy reaktor z immunoglobuliną G, osadzoną na porowatym złożu. Ten sam herbicyd oznaczano również z zastosowaniem amperometrycznego immunoczujnika zbudowanego z elektrody ze złota modyfikowanej cystaminą, do której przyłączono 2,4-D, natomiast przeciwciało było sprzężone z peroksydazą [60]. W przepływowych układach z reaktorami, oprócz detekcji amperometrycznej mogą być również stosowane inne rodzaje detekcji. Do oznaczania 2,4-D stosowano elektrochemiluminescencję, gdzie w wyniku reakcji elektrodowej powstaje związek wykazujący luminescencję [61]. Do oznaczania herbicydów stosowano również detekcję fluorescencyjną [62-64]. Aaron i Coly [65,66] przedstawili przegląd technik FIA z detekcją luminescencyjną i fluorescencyjną do oznaczania pestycydów w próbkach środowiskowych.

Ramanathan i Danielson [67] przedstawili zastosowanie termicznych bioczujników do detekcji pestycydów w układach FIA. Pomiar zmian temperatury w czasie reakcji enzymatyczej (reakcji hydrolizy pestycydu przez enzym lub reakcji inhibicji enzymu) pozwalał na określenie stężenia analitów. Bioczujnik oparty na tyrozynazie wykorzystano do monitorowania procesów biodegradacji związków fenolowych w wodach, ściekach i osadach [68].

Anionowe związki powierzchniowo-czynne w układach FIA oznaczano w wodach powierzchniowych i ściekach z zastosowaniem detekcji potencjometrycznej z cylindryczną elektrodą jonoselektywną [69]. W połączeniu z ekstrakcją do fazy stałej możliwe były oznaczenia na poziomie 0.03 mg l-1. Do oznaczania kationowych związków powierzchniowo-czynnych stosowano detekcję spektrofotometryczną, polegającą na pomiarze zmian absorbancji kompleksu Fe(III)-SCN w ich obecności [70].

Ważnym parametrem określającym jakość wody jest zawartość szkodliwych bakterii i toksyn. Do ich oznaczania stosowane są układy FIA z reaktorami immunochemicznymi i detekcją amperometryczną [71,72] lub fluorescencyjną [73]. Reaktor kolumnowy zawierający unieruchomione mikroorganizmy na powierzchni szkła porowatego zastosowano do oznaczania trichloroetylenu w wodach [74]. W skutek biodegradacji powstawały aniony chlorkowe, których stężenie mierzono za pomocą jonoselektywnej elektrody chlorkowej.

Czułą (a jednocześnie tanią) metodą oznaczania śladowych ilości metali w układach FIA/SIA jest anodowa woltamperometria inwersyjna. Zastosowanie


379

w układach przepływowych tej techniki umożliwia jednoczesne pomiary Cd(II) i Pb(II) [75-77], a woltamperometrii pulsacyjnej Cd(II), Pb(II), Cu(II) i Zn(II) [78]. Układy takie stosowano także w oznaczeniach Cu(II) w wodzie pitnej [79], Cu(II), Pb(II), Cd(II) i Zn(II) w próbkach osadów rzecznych [80]. Jako elektrodę pracującą stosowano błonkową elektrodę rtęciową. W oznaczeniach fosforanów w wodzie pitnej i ściekach stosowano również detekcję amperometryczną wykorzystując proces redukcji kwasu molibdenofosforowego do błękitu molibdenowego na elektrodzie z węgla szklistego [81]. Detekcję potencjometryczną z zastosowaniem elektrod jonoselektywnych stosowano w pomiarach stężeń chlorków i fluorków w wodach [82,83].

Detekcja spektrofotometryczna jest jedną z najczęściej stosowanych detekcji w układach przepływowych. Związane jest to z udoskonaleniem detektorów, w których zastosowano fotodiody oraz światłowody. Umożliwia to prowadzenie pomiarów w szerokim zakresie długości fal, zapewniając dobrą czułość pomiarów i małe szumy własne aparatu. Do oznaczania kationów metali często wykorzystywane są reakcje kompleksowania z utworzeniem barwnych kompleksów. Reakcję kompleksowania z aluminonem i chromazulonem S zastosowano do oznaczania Al (III) w glebach [84], z dietyloditiokarbaminianem do oznaczania Cu(II) w próbkach wód [85] a z o-krezoloftaleiną do oznaczania Ca(II) w wodzie pitnej [86]. Śladowe stężenia Co(II) i Ni(II) w wodach i glebach oznaczano spektrofotometrycznie po reakcji z PAR [87]. Zastosowanie detekcji fluorymetrycznej pozwoliło oznaczyć Mg(II) po reakcji z kwasem 8-hydroksychinolino-5-sulfonowym w próbkach handlowo dostępnych wód mineralnych [88]. Zastosowanie dwóch selektywnych reagentów, zieleni malachitowej i rodanku amonu, pozwoliło na jednoczesne oznaczenie Cd(II) i Zn(II) [89]. Polepszenie czułości i selektywności detekcji spektrofotometrycznej możliwe jest dzięki zastosowaniu optod [90]. Optodę z membraną z Nafionu z unieruchomionym organicznym ligandem (PAN) zastosowano w oznaczeniach miedzi w wodzie rzecznej. Granica wykrywalności tej metody wynosi 15 µg/l. Uzyskano dobrą zgodność wyników w porównaniu z wynikami oznaczeń przeprowadzonych z wykorzystaniem technik spektroskopii absorpcji atomowej (ASA).

Do oznaczania anionów nieorganicznych w próbkach środowiskowych najczęściej wykorzystuje się reakcje barwne, charakterystyczne dla danego jonu w połączeniu z detekcją spektrofotometryczną. W ten sposób oznaczano w wodach azotany(III) [91,92], fosforany [93-95], siarczany(VI) [96] oraz rodanki [97,98] i jodki [99]. Ze względu na niskie stężenie azotanów(III) w próbkach środowiskowych, konieczne jest nieraz wstępne wzbogacanie analitów. Stosowano w tym celu mikrokolumny C18 a proces wzbogacania prowadzono po reakcji z sulfanilamidem i N-(1-naftylo)etylenodiaminą [100].

Jon amonowy w układach SIA oznaczano w wodach i ściekach przemysłowych [101] oraz areozolach [102,103]. W układach tych dodatkowo wbudowane były moduły dyfuzyjne w celu wydzielenia jonu amonowego w postaci amoniaku, który przechodził przez półprzepuszczalną membranę.

Zastosowanie układu przepływowego i detektora spektrofotometrycznego, w którego celce pomiarowej umieszczono złoże Sphadex QAE A-25, umożliwiło oznaczanie różnych pochodnych fenolowych - fenolu, 2-naftolu, 3,4,-dimetylofenolu, 1-naftolu i 2,4-dichloro-fenolu, po ich wstępnym wzbogacaniu [104]. W układzie, gdzie desorpcja oznaczanych związków następowała bezpośrednio w detektorze, uzyskano 10–krotnie wyższą czułość, niż dla konwencjonalnych układów FIA. Technikę SIA z detekcją spektrofotometryczną zastosowano do oznaczania związków fenolowych w ściekach wykorzystując reakcję barwną z 4-aminoantypiryną [105] oraz detekcję UV do oznaczania węglowodorów aromatycznych [106]. W oznaczeniach wielu związków


380

organicznych konieczne jest stosowanie w układzie przepływowym ekstrakcji do fazy organicznej. W tym celu stosowano przewody teflonowe z osadzoną na wewnętrznych ściankach fazą organiczną [107]. Układy takie stosowano do oznaczania związków nitrofenolowych w ściekach [108]. 5.2 Zastosowanie techniki BIA w analizie środowiskowej W bezprzewodowej metodzie analizy przepływowo-wstrzykowej (BIA) próbka o małej objętości rzędu pojedynczych mikrolitrów jest bezpośrednio wprowadzana na powierzchnię pracującej elektrody lub innego detektora, np. optycznego, co umożliwia oznaczenie analitów w trakcie przepływu roztworu przy powierzchni detektora. Przykładowe rozwiązania konstrukcyjne elektrochemicznych detektorów do BIA pokazano na Rysunku 2.

Poszukiwanie nowych- selektywnych i czułych- materiałów elektrodowych, jest głównym kierunkiem rozwoju tej metody. W oznaczeniach środowiskowych BIA stosuje się głównie do oznaczania metali śladowych (Pb(II), Cd(II), Cu(II), Zn(II) z detekcją metodą anodowej woltamperometrii inwersyjnej. Jako elektrody pracujące stosowane są najczęściej cienkowarstwowe detektory z elektrodą rtęciową lub elektrodami węglowymi [109-111], elektrodami z włókna węglowego lub grafitowymi pokrytymi rtęcią [112-114]. W celu poprawy selektywności i zmniejszenia wpływu matrycy próbki stosowane są elektrody modyfikowane, pokrywane polimerami [109,110]. W przypadku techniki BIA najczęściej stosowano do oznaczeń metali elektrody pokrywane polimerem Nafion [115-117] lub polimerem z grupami sulfonowymi [118,119]. Stosowanie elektrod modyfikowanych umożliwia oznaczanie metali w obecności zakłócających pomiar związków powierzchniowo-czynnych. Mimo że prądy rejestrowane w przypadku takich elektrod są niższe, niż dla elektrod niemodyfikowanych, możliwe są pomiary na poziomie nM [119].

Turyan i in. [113] zaproponowali zastosowanie w pomiarach BIA wirującej mikroelektrody dyskowej zbudowanej z grafitu pokrytego rtęcią, do oznaczania Pb(II), Zn(II) i Cu(II). Przy czasie wzbogacania rzędu 5 min, uzyskano granicę wykrywalności 30 µg/l. Metodę BIA stosowano do oznaczeń metali w wodach naturalnych [109,115-118] i ściekach przemysłowych [111,114,115].

Rys. 2. Schematy konstrukcji elektrochemicznych detektorów do metody BIA. (A) Detektor o dużej objętości z prostopadłym dopływem roztworu do powierzchni (ang. wall-jet) [120], (B) detektor kapilarny z pastową elektrodą pracującą [121], (C) detektor cienkowarstwowy z wirującą elektrodą dyskową [113]. W (A): A-elektroda dyskowa,


381

B-elektroda pierścieniowa, C-elektroda pomocnicza, D-elektroda odniesienia. W (B): 1-pracująca elektroda pastowa, 2-kapilara teflonowa, 3-roztwór próbki, 4-kanalik do wprowadzenia próbki, 5-elektroda pomocnicza, 6-elektroda odniesienia. W (C): 1-celka wewnętrzna, 2-kapilara teflonowa, 3-próbka, 4-zewnętrzna celka o dużej objętości, 5-elektrolit podstawowy, 6-kanalik próbki, 11-ceramiczne złącza, 12-wirująca elektroda pracująca, 13-elektroda pomocnicza, 14-elektroda odniesienia. 5.3. Detekcja z wykorzystaniem spektrometrii atomowej i spektrometrii mas Zastosowanie technik przepływowo-wstrzykowych do przeprowadzenia oznaczeń z wykorzystaniem metod atomowej spektrometrii absorpcyjnej i emisyjnej oraz spektrometrii mas z jonizacją w indukcyjnie sprzężonej plazmie (ICP-MS) istotnie może je usprawnić, głównie poprzez prowadzenie w układzie przepływowym różnorodnych operacji przetwarzania próbki. Bezpośrednie wprowadzenie próbki z rozcieńczaniem w układzie przepływowym, wzbogacanie analitów lub generowanie lotnych związków to przykłady operacji ilustrujących zalety połączenia FIA lub SIA z płomieniową lub elektrotermiczną absorpcyjną spektrometrią atomową (FAAS, ETAAS), emisyjną spektrometrią atomową z wzbudzaniem w indukcyjnie sprzężonej plazmie (ICP-AES) lub ICP-MS. Oprócz operacji wydzielania czy wzbogacania, również dużym zainteresowaniem cieszy się mineralizacja próbki w warunkach przepływowych [122], szczególnie wtedy, gdy stanowi ona najwolniejszy etap postępowania analitycznego. Przetwarzanie próbki w warunkach przepływowych bywa również pomocne w oznaczeniach form pierwiastków na różnych stopniach utlenienia wykorzystywane w specjacji [123,124].

Dokładne oznaczenie analitów w próbkach o różnej matrycy jest zasadniczym celem postępowania analitycznego. W złożonych matrycach jest to często zadanie bardzo trudne wobec możliwości występowania zakłóceń spektralnych i niespektralnych [125,126]. W wielu przypadkach, szczególnie w przypadku technik FAAS lub ICP-AES, wykrywalność może być niedostateczna. Techniki ETAAS i ICP-MS umożliwiają wprawdzie osiąganie niższych wartości granicy wykrywalności, lecz towarzyszą temu często znacznie silniejsze efekty matrycowe. W przypadku techniki ETAAS pomiar jest zakłócany przez dużą zawartość soli w próbce i jest wrażliwy na zmiany składu matrycy [127]. Silne zakłócenia matrycowe w wielu przypadkach nie mogą być dostatecznie wyeliminowane przez dostępne metody korekcji tła. Unikać również należy wprowadzania rozpuszczalników organicznych, gdyż obniżają one precyzję pomiarów oraz czułość detekcji. Zarówno wysokie zasolenie próbki, jak i obecność znacznych ilości rozpuszczalników organicznych powoduje silne zakłócenia w przypadku techniki ICP-MS. Niespektralne interferencje matrycowe można wyeliminować przez rozcieńczanie próbki, lecz powoduje to pogorszenie wykrywalności [128]. Stosowanie wzorców wewnętrznych możliwe jest praktycznie tylko wtedy, gdy są one dobrze dopasowane do analitów pod względem masy i energii jonizacji. Stąd też, w celu uniknięcia tych trudności, wskazane jest zastosowanie takiego przetwarzania próbki, które umożliwi poprawę granicy wykrywalności, zarówno przez usunięcie zakłóceń, jak i zatężenie analitów [129]. Takie operacje korzystnie można prowadzić w układach FIA lub SIA z dobrą powtarzalnością i ograniczonym ryzykiem zanieczyszczenia próbki. Opracowano już liczne procedury przepływowego rozdzielania i zatężania oparte na wymianie jonowej i adsorpcji, wytrącania i współstrącania, ekstrakcji rozpuszczalnikowej oraz generowaniu lotnych wodorków. Miniaturowe kolumny z różnymi sorbentami oraz otwarte hydrofobowe przewody (np. teflonowe) są najczęściej wykorzystywane do sorpcji analitów.


382

Zagadnieniom tym poświęcono już wiele oryginalnych prac, a także artykułów przeglądowych [130-134] oraz książek [8,135,136]. Wiele publikacji naukowych dotyczących tych zagadnień znaleźć można w nowościach z dziedziny spektrometrii atomowej publikowanych w czasopiśmie Journal of Analytical Atomic Spectrometry 137-139].

Sorpcja kolumnowa w układach FIA i SIA Układy wykorzystujące sorpcję analitu na odpowiednio dobranych wypełnieniach mikrokolumn należą do najczęściej stosowanych sposobów przetwarzania składu próbki w układach przepływowych. Techniki te wykorzystuje się głównie do poprawy czułości oznaczeń z wykorzystaniem techniki FAAS i ICP-AES oraz do oddzielania oznaczanych składników od składników matrycy, które powodują interferencje w ETAAS i ICP-MS. W publikacjach naukowych proponuje się różne konfiguracje układów przepływowych z wykorzystaniem mikrokolumn. Różnią się one głównie sposobem prowadzenia procesu zatężania/oddzielania analitu, rodzajem stosowanego wypełnienia mikrokolumny, jej położeniem w układzie, a także sposobem wprowadzania roztworu eluentu do atomizera elektrotermicznego przy stosowaniu detekcji z wykorzystaniem absorpcji spektrometrii atomowej (ASA).

Można wyróżnić dwa sposoby przetwarzania składu analizowanej próbki z zastosowaniem mikrokolumn. W pierwszym z nich, stała i określona objętość roztworu dozowana przez pętlę zaworu wstrzykowego, jest pompowana przez złoże mikrokolumny. W tym przypadku, wykorzystywanym zwykle do wydzielenia analitu, występuje ograniczenie objętości próbki (zwykle do 1 ml) ze względu na jej dyspersję, ale jednocześnie eliminuje się wpływ pulsacji stosowanej pompy perystaltycznej (powtarzalna objętość próbki). W drugim sposobie, stosując stały czas przepływu analizowanego roztworu przez mikrokolumnę, można wzbogacić analit ze znacznie większej objętości roztworu, osiągając również większe wartości współczynników wzbogacania (ang. Enrichment Factor- EF). Powtarzalność tak prowadzonego procesu zależy w znacznym stopniu od stabilności przepływu roztworu przez złoże. Jednak wydajność metody wzbogacania analitu, a więc i uzyskiwane wartości EF, zależą od czasu przepływu roztworu przez mikrokolumnę. Prowadzenie etapu wzbogacania w dłuższym czasie przy tej samej prędkości przepływu powoduje wzrost EF, ale jednocześnie zmniejsza się liczba analizowanych próbek w danym przedziale czasowym. Dla porównania wydajności stosowanych układów przepływowych z zatężaniem wprowadza się współczynnik stężeniowy (ang. Concentration Efficiency - CE lub Concentration Factor -CF), definiowany jako iloczyn współczynnika wzbogacania i ilości próbek poddanych obróbce w jednostce czasu, np. w czasie godziny. Dla obu sposobów wprowadzania próbki na mikrokolumnę (w stałej objętości lub w stałym czasie) wzrost prędkości przepływu analizowanego roztworu, który zapewnia dużą wydajność tej metody, jest jednak ograniczony przez kinetykę procesu sorpcji analitu.


383

Rys. 3. Schemat układu przepływowego z detekcją ETAAS z mikrokolumną umieszczoną w końcówce ramienia automatycznego podajnika próbek. P1 i P2 – pompy perystaltyczne, V – zawór.

Selektywność procesu sorpcji zależy głównie od doboru wypełnienia mikrokolumny. Powinno charakteryzować się ono odpowiednimi właściwościami fizycznymi i chemicznymi, brakiem zmian objętości przy zmianie kwasowości przepływającego roztworu oraz korzystną kinetyką sorpcji i desorpcji analitu. W układach przepływowych z sorpcją kolumnową stosuje się wymieniacze kationowe i anionowe, żywice chelatujące zawierające grupy funkcyjne związane z matrycą polimeryczną wiązaniem kowalencyjnym oraz niejonowe sorbenty do ekstrakcji obojętnych kompleksów metali. Jednak zwykłe kationity i anionity charakteryzują się niewielką selektywnością, gdyż różnice w ich powinowactwie do np. jonów metali związane są z ich właściwościami fizycznymi, jak ładunek czy rozmiar solwatowanych jonów. Przeprowadzenie jonów metali w ujemnie naładowane kompleksy, np. chlorkowe, umożliwia ich oddzielenie na anionicie od innych, dodatnio naładowanych

Etap zatężania Ramię automatycznego podajnika próbek

Próbka

Reagent

Ściek

Mikrokolumna

Eluent Roztwór płuczący P2

P1

Etap wymywania

Próbka

Reagent

Ściek P1

P2

V

V

Mikrokolumna

Kuweta grafitowa

Eluent Roztwór płuczący

Ściek


384

składników matrycy. Żywice chelatujące wykazują właściwości jonoselektywne, a powinowactwo jonów metali do tych wymieniaczy związane jest przede wszystkim z właściwościami kompleksującymi grupy funkcyjnej. Spośród wielu wymieniaczy chelatujących, żywice Chelex 100 i Muromac A-1, zawierające grupy iminodioctowe, znalazły wiele zastosowań do zatężania i wydzielania jonów metali [129,131,132]. Wymieniacze jonowe o matrycy włóknistej (ang. fibrous materials), np. celulozowe, mimo słabszych właściwości mechanicznych, okazały się także bardzo przydatne w układach przepływowych ze względu na ich korzystną kinetykę sorpcji i desorpcji analitów [140-143]. Właściwości innych wymieniaczy stosowanych w technikach FIA i SIA omówione są w pracach Fanga [129,135,136].

Niezależnie od licznych syntez nowych stałych sorbentów, stosuje się również inną metodę otrzymywania chelatujących faz stacjonarnych. Uzyskuje się je poprzez unieruchamianie na anionitach lub niejonowych sorbentach w wyniku wymiany jonowej oraz/lub fizycznej adsorpcji odczynników kompleksujących [144-147]. Metoda ta pozwala na kontrolowanie ich pojemności jonowymiennej oraz selektywności poprzez dobór odpowiedniego selektywnego dla określonych jonów metali organicznego reagenta. Także hydrofobowe fazy stacjonarne, jak C18 silikażel czy polimeryczne sorbenty typu XAD, są wykorzystywane w układach przepływowych do sorpcji kompleksów metali, głównie z ditiokarbaminianami (DDTC, APDC) i dietyloditiofosforanem amonowym (DDPA). DDPA wykazuje większą selektywność niż ditiokarbaminiany, a jego roztwór jest trwały w kwaśnym środowisku. Spośród innych odczynników kompleksujących warto wymienić 1-nitrozo-2-naftol [148], 1,10-fenantrolinę [149] oraz porfiryny [150].

Konstrukcja układów przepływowych z sorpcją kolumnową z detekcją FAAS i ICP-AES jest bardzo podobna i w praktyce analitycznej są stosowane oba sposoby wprowadzania próbki ze stałą objętością lub stałym czasem przepływu roztworu przez mikrokolumnę. Strumień eluentu- najczęściej jest to roztwór kwasu mineralnego lub rozpuszczalnik organiczny w przypadku sorbentów niejonowych- po wymyciu zatężonych analitów jest kierowany bezpośrednio do nebulizera detektora. Zastosowanie techniki ETAAS jako sposobu detekcji wymaga innych rozwiązań konstrukcyjnych układu. Etap wzbogacania analitów z próbki na mikrokolumnie może być w tym przypadku realizowany równolegle z przebiegającymi procesami pirolizy i atomizacji w kuwecie grafitowej lub też przepływy roztworów są zatrzymane po wprowadzeniu roztworu eluentu do kuwety i w czasie pomiaru absorbancji. W przeciwieństwie do pomiarów w płomieniowej AAS, przy zastosowaniu atomizacji elektrotermicznej trzeba zastosować płukanie złoża sorbentu po etapie wzbogacania ze względu na możliwość występowania interferencji od pozostałości składników matrycy.

Objętość roztworu wprowadzana do kuwety grafitowej jest ograniczona do 50-70 µl, a często w procesie wymywania analitu objętość stosowanego eluentu jest większa. Dlatego proponowane są różne rozwiązania, jak np. powolne dozowanie roztworu z mikrokolumny do ogrzanego wstępnie atomizera, wielokrotne dozowanie wycieku z każdorazowym odparowaniem rozpuszczalnika, a także wprowadzenie tylko tej części wycieku, która zawiera największe stężenie analitu. W celu zmniejszenia dyspersji poszczególne roztwory są przedzielane małymi strumieniem powietrza. Na rys. 3 przedstawiono przykładowy schemat układu przepływowego z detekcją z wykorzystaniem techniki ETAAS, w którym mikrokolumna jest umieszczona w końcówce ramienia automatycznego podajnika próbek.

Sorpcja kolumnowa może być wykorzystana także do zatężania analitu na miejscu pobierania próbek wód naturalnych [151,152]. Mikrokolumny następnie przenosi się do laboratorium pomiarowego, montuje do układu FI lub SI w celu przeprowadzenia


385

procesu wymywania i końcowej detekcji. Taki sposób postępowania w analizie śladowej i badaniu specjacji, oprócz zalet wynikających ze stosowania zamkniętego układu przepływowego, charakteryzuje się dużą wydajnością i dokładnością.

Zastosowanie hydrofobowych przewodów do wzbogacania analitów Otwarte hydrofobowe przewody z teflonu, ułożone w odpowiednie sploty – stąd ich nazwa reaktory węzełkowe (ang. Knotted Reactor- KR)- były początkowo wykorzystywane jako bezfiltrowe kolektory osadów w strąceniowych metodach oddzielania i wzbogacania. Okazały się one bardzo przydatne w układach przepływowych do gromadzenia dużych ilości wytrąconych osadów przy małym oporze stawianym przepływającemu roztworowi. Roztwór wewnątrz przewodów, ze względu na ich konfigurację, stale zmienia kierunek przepływu, a powstała siła odśrodkowa kieruje cząsteczki osadu w kierunku wewnętrznych ścianek, gdzie łatwo się gromadzą. Wytrącony osad po przepłukaniu, rozpuszczany jest następnie w niewielkiej objętości odpowiednio dobranego eluentu, który jest kierowany bezpośrednio do detektora (Rysunek 4). Przy stosowaniu detekcji ETAAS, roztwór ten jest przedzielony strumieniem powietrza, a w przypadku metody ICP-MS za pomocą małych objętości roztworu nośnego [153].

Burguera i in. [154] wykorzystali dużą pojemność takiego reaktora węzełkowego do oznaczania żelaza w próbkach geotermicznych zawierających znaczne ilości związków siarki. Ich obecność w analizowanej próbce powoduje drastyczne obniżenie wartości absorbancji w przypadku techniki ETAAS. Oddzielono je od analitu w postaci osadu siarki po dodaniu strumienia roztworu nadtlenku wodoru i naświetlaniu tego fragmentu układu promieniowaniem mikrofalowym. Osad siarki po rozpuszczeniu w CCl4 był kierowany do ścieku, a roztwór zawierający żelazo wprowadzano do ramienia automatycznego podajnika próbek kuwety grafitowej. W celu usunięcia interferencji z resztek pozostałych w próbce siarczanów, zastosowano roztwór soli lutetu jako modyfikatora chemicznego.

W ostatnich latach hydrofobowe reaktory przewodowe z teflonu są najczęściej stosowane do sorpcji obojętnych kompleksów jonów metali z organicznymi ligandami jako alternatywna metoda do wzbogacania na kolumnowych wypełnieniach oktadecylo-silanolowych C18. W metodzie tej wykorzystuje się oddziaływania pomiędzy wewnętrzną ścianką przewodu a utworzonymi w roztworze kompleksami metali [155]. Roztwór próbki może być pompowany przez takie reaktory z bardzo dużym natężeniem przepływu ze względu na znacznie mniejszy opór w porównaniu z mikrokolumnami, a więc analit może być zatężany w danym przedziale czasu ze znacznie większej objętości, jednak wydajność sorpcji jest mniejsza (tylko 40-50%). Badano także inny układ reaktora przewodowego, tzw. reaktor serpentynowy w kształcie „ósemki” [156], ale jego kształt geometryczny powoduje mniejszą siłę odśrodkową kierującą roztwór w stronę ścianek przewodu, a więc i mniejszą sorpcję.


386

Rys. 4. Strąceniowa metoda wzbogacania z wykorzystaniem reaktora węzełkowego

Jako ligandy organiczne do utworzenia obojętnych kompleksów z jonami metali wykorzystywane są głównie DDTC, APDC oraz DDPA [157,158], podobnie jak w metodach sorpcji kolumnowej z niepolarnymi sorbentami. Selektywne tworzenie kompleksów As(III) i Fe(III) z APDC zastosowano w badaniach specjacyjnych nieorganicznych form arsenu i żelaza w próbkach wód naturalnych [159]. Można także wykorzystać mechanizm tworzenia par jonowych do wzbogacania i oddzielania jonów metali występujących w roztworze w postaci kompleksów obdarzonych ładunkiem. Do oznaczania kadmu z detekcją ETAAS wykorzystano sorpcję pary jonowej utworzonej z ujemnego kompleksu Cd(II) z nitrozo-R-solą oraz jonu tetrabutyloamoniowego [160]. W celu uniknięcia strat analitu podczas płukania wnętrza reaktora przewodowego z pozostałości matrycy próbki, do roztworu płuczącego (jest to zwykle woda dejonizowana lub rozcieńczony roztwór kwasu) należy dodać odczynnik kompleksujący. Utrudnia to dysocjację powstałych kompleksów, zwłaszcza dla jonów ołowiu, cyny i bizmutu [157].

Desorpcję kompleksów przeprowadza się po etapie wzbogacania stosując roztwory metanolu, etanolu lub ketonu metylo-izobutylowego. Jednak dla detektorów plazmowych bardziej polecane są -jako eluenty- rozcieńczone roztwory kwasu azotowego lub też rozpuszczalniki organiczne wprowadzane są przez odpowiednie membrany [161,162]. Układy typu SI-LOV W przepływowych metodach rozdzielania i wzbogacania opartych na wymianie jonowej i adsorpcji, sorbenty są stałym i niezbędnym składnikiem układu. Jednak ich długotrwałe używanie może powodować zmiany w objętościach wypełnienia mikrokolumny, skutkiem czego znacznie wzrasta opór przepływu. Także właściwości stosowanych sorbentów mogą ulegać zmianie z powodu dezaktywacji czy nawet utraty grup funkcyjnych. Aby uniknąć tych niekorzystnych zjawisk, należałoby w sposób powtarzalny wymieniać wypełnienia mikrokolumny po każdym cyklu pomiarowym. Możliwość taka istnieje przy zastosowaniu specjalnego zaworu (ang. Lab-On-Valve -

Etap zatężania

Etap wymywania

ETAAS

ICP-MS

Ścieki

Analit

Matryca Próbka

Reagent

Eluent Roztwór nośny

Powietrze

Etap wzbogacania

Próbka

Elucja


387

LOV) [163], którego działanie jest oparte na połączeniu szeregu mikrokanałów przepływowych. Współdziała on z konwencjonalnym wielopozycyjnym zaworem wstrzykowym stosowanym w technice SIA. Zastosowanie układu SI-LOV umożliwia z dużą powtarzalnością prowadzenie w bardzo małej skali pobierania różnych objętości próbki, dodawanie reagentów w odpowiednich punktach układu, a także prowadzenie procesów rozdzielania/wzbogacania z wykorzystaniem sorpcji kolumnowej [164].

Rys. 5. Układ SI-LOV z odtwarzalnym reaktorem kolumnowym Układ przepływowy z zaworem LOV i odtwarzalnym wypełnieniem

mikrokolumny został zastosowany do oznaczania śladowych ilości niklu i bizmutu w próbkach środowiskowych z detekcją ETAAS [165] oraz ICP-MS [166]. Schemat tego układu przedstawiono na rys. 5. Wypełnienie mikokrolumny stanowił kationowy wymieniacz jonowy SP Sephadex C-25 z grupami sulfonowymi. Z zawiesiny jonitu (pozycja 6 w zaworze) określona ilość wymieniacza była wprowadzana do układu; mogła się ona swobodnie przemieszczać pomiędzy pozycjami C1 i C2 mikrokolumny w czasie etapu wzbogacania analizowanej próbki. Po przepłukaniu złoża jonitu następował etap wymywania analitu roztworem kwasu azotowego. Eluat był następnie bezpośrednio kierowany do kuwety grafitowej spektrofotometru ASA lub rozpylacza detektora ICP-MS. Po zakończeniu całego cyklu pomiarowego, kanał mikrokolumny był opróżniany z ziaren jonitu przez zmianę natężenia przepływu strumienia roztworu nośnego. Ziarna kationitu SP Sephadex C-25 (o średnicy 40-125 µm) przy małych przepływach (< 1,2 ml/min) są zatrzymywane w mikrokolumnie C1. Natomiast przy szybkości przepływu większej niż 6 ml/min, znacznie zmniejszają swoją objętość - ulegają zgnieceniu- i łatwo mogą być usunięte przez otwór w końcówce mikrokolumny.

Roztwór nośny

Pompa

Spirala

mieszająca

Próbka

Eluent

Powietrze

Detektor

Zawiesina sorbentu

Mikrokolumny C1 i C2


388

Rys. 6. Schematy postępowania stosowanego do wzbogacania/oddzielania analitu w układzie SI-LOV z odtwarzalnym wypełnieniem mikrokolumny [168]. (A) Po etapie wzbogacania analit jest wymywany ze złoża i oznaczany metodą ETAAS lub ICP-MS. (B) Wypełnienie mikrokolumny wraz ze wzbogaconym analitem jest bezpośrednio dozowane do atomizera urządzenia ETAAS.

Przy detekcji ETAAS także inna procedura może być realizowana

z wykorzystaniem układu SI-LOV. Po etapie wzbogacenia analit nie jest wymywany z mikrokolumny za pomocą roztworu eluentu, a ziarna jonitu wraz z nim są bezpośrednio dozowane do atomizera spektrofotometru, gdzie ulegają rozkładowi termicznemu w czasie procesów pirolizy i atomizacji. Jednak ten sposób postępowania nie może być stosowany do oznaczania metali, dla których temperatura etapu pirolizy jest niższa niż 1000oC, np. kadmu, bizmutu czy ołowiu. Schematy tych dwóch procedur z użyciem odtwarzalnego wypełnienia mikrokolumny w układzie LOV przedstawiono na rys. 6. Walidację tej metody przeprowadzono oznaczając nikiel w próbkach certyfikowanych materiałów odniesienia pochodzenia biologicznego i środowiskowego [167]. W obu przypadkach uzyskano wartości granicy wykrywalności oraz współczynników wzbogacania tego samego rzędu (tab. 1). Jednak precyzja oznaczeń, wyrażona w postaci względnego odchylenia standartowego (RSD), była niższa w przypadku zastosowania eluentu do odzysku analitu. Warto dodać, że granica wykrywalności przy oznaczaniu niklu (z detekcją ETAAS) w konwencjonalnym układzie SIA z wielokrotnie używanym wypełnieniem mikrokolumny wynosiła odpowiednio 42 oraz 24 ng/l, dla tego samego i odwrotnego kierunku przepływu roztworów w etapie wzbogacania i wymywania, z precyzją około 5% RSD. Niższe wartości współczynników wzbogacania, jakie uzyskano dla detekcji ICP-MS, są spowodowane większą dyspersją roztworu w przewodach łączących stosowany układ przepływowy i rozpylacz.

Analit

Próbka

Matryca

Ściek

Eluent

Powietrze

Roztwór nośny ETAAS

ETAAS

ICP-MS

Powietrze

Roztwór nośny

A) Wymywanie eluentem B) Piroliza jonitu

Ściek

H2O


389

Tabela 1. Porównanie metod oznaczania niklu z użyciem odtwarzalnej mikrokolumny [130].

Wymycie za pomocą eluentu Piroliza jonitu

ETAAS ICP-MS ETAAS Precyzja (względne odchylenie standardowe - %) Granica wykrywalności- ng/l Współczynnik wzbogacania

1,5 10,2 71,1

2,9 13

35,2

3,4 9

72,1

Sprawdzono także możliwość zastosowania hydrofobowych wypełnień mikrokolumny w układzie SI-LOV do wzbogacania/oddzielania analitu. Badania prowadzono dla dwóch rodzajów faz stacjonarnych o różnej budowie i właściwościach fizycznych – kopolimeru styren-diwinylobenzen z grupami oktadecylosilanolowymi (C18-PS/DVB) oraz politetra-fluoroetylenu (PTFE), wykorzystując je do sorpcji kompleksów kadmu z DDPA [169]. Ziarna sorbentu C18-PS/DVB mogą być łatwo przemieszczane w układzie LOV pomiędzy pozycjami C1 i C2 mikrokolumny, przygotowanie wypełnienia w postaci zawiesiny było więc podobne do wcześniej opisanego dla hydrofilowego wymieniacza kationowego. Ze względu na większą gęstość sorbentu teflonowego, należało utrzymywać go w zbiorniku stale w postaci zawiesiny przy użyciu dodatkowego mieszadła. Ponieważ oba badane hydrofobowe sorbenty nie wykazują właściwości zmniejszania swoich objętości przy większych szybkościach przepływu roztworów, jak było to obserwowane dla kationitu SP Sephadex C-25, tylko procedura z wymyciem uprzednio wzbogaconego analitu za pomocą roztworu etanolu mogła być sprawdzona. Uzyskane wyniki przy zastosowaniu detekcji ETAAS do oznaczania kadmu przedstawiono w Tabeli 2. Praca z sorbentem C18-PS/DVB jest prostsza, dlatego uzyskano lepszą precyzję oznaczeń niż dla sorbentu PTFE. Jednak z analitycznego punktu widzenia, sorbent teflonowy jest lepszy, gdyż uzyskano szerszy zakres liniowości oznaczeń, większą czułość i wartość współczynnika wzbogacania. Jednak wprowadzanie zawiesiny tego wypełnienia do mikrokolumny musi się odbywać z bardzo małym natężeniem przepływu – 0,24 ml/min. Tabela 2. Porównanie charakterystyki analitycznej metody oznaczania kadmu w układzie SI-LOV z wykorzystaniem sorbentu C18-PS/DVB i PTFE [169].

PTFE C18-PS/DVB

Precyzja (względne odchylenie standardowe - %). Granica wykrywalności- ng/l Zakres liniowości- ng/l Współczynnik wzbogacania.

4,3 3,4 15 126

0,05 - 1,0 0,2 - 1,5 17,2 7,4


390

6. ZMINIATURYZOWANE UKŁADY DO ANALIZY PRZEPŁYWOWEJ Miniaturyzacja instrumentacji analitycznej obserwowana w ostatnich kilkunastu latach jest w równym stopniu wynikiem możliwości technologicznych, jak i rosnącego zapotrzebowania na takie urządzenia. Elektronika wysokiej skali integracji, optoelektronika i mikromechanika z nowoczesną inżynierią materiałową w coraz szerszym zakresie są wykorzystywane do konstrukcji samych detektorów analitycznych, jak i całych analizatorów z systemem transportu próbki, jej przetwarzania, sterowania pomiarem i obróbką danych pomiarowych.

Konstrukcja zminiaturyzowanych układów przepływowych (ang. microfluidics), to ważny obszar zastosowania miniaturyzacji w chemii analitycznej, związany również z potrzebami analizy środowiskowej do prowadzenia oznaczeń terenowych, ochrony miejsc pracy i wbudowywania w kompleksowe systemy pomiarowe nadzorujące przebieg procesów przemysłowych, produkcji leków i żywności.

Początkiem rozwoju tych urządzeń były zintegrowane układy mikroprzepływowe (ang. microconduits) opracowane w połowie lat osiemdziesiątych na potrzeby przepływowej analizy wstrzykowej z detekcjami potencjometrycznymi z elektrodami membranowymi i fotometryczną ze światłowodową transmisją światła [4]. Można do nich zaliczyć również w pewnym stopniu zintegrowane moduły Chemifold zastosowane w przyrządach handlowych Tecator z licznymi aplikacjami do analizy środowiskowej głównie analitów nieorganicznych [170]. W układach tych operowano średnicami przewodów około 0.5-1.0 mm i stosowano zewnętrzne urządzenia pompujące. Te z kolei, w dalszym rozwoju, zastępowano miniaturowymi pompami piezoelektrycznymi [171] lub też z powodzeniem zaczęto stosować do tego celu przepływ elektroosmotyczny, co z kolei wymagało zastosowania znacznie mniejszych średnic przewodów [172]. Inną koncepcją miniaturyzacji układów przepływowych, głównie w ich wersji sekwencyjnej SIA, było wbudowanie w wielopozycyjny zawór wstrzykowo-selekcyjny zarówno zminiaturyzowanych elementów detekcyjnych, jak i służących przetwarzaniu próbki. Układy te, sporo na wyrost (jeśli chodzi o ich możliwości funkcyjne) bywają określane jako „laboratoria w zaworze” (ang. lab-on-value -LOV). Ich przykładowe zastosowania do śladowych oznaczeń z detekcjami metodami spektroskopii atomowej i spektrometrii mas zostały omówione bardziej szczegółowo powyżej.

W dążeniu do konstruowania zminiaturyzowanych i kompletnych systemów do analizy chemicznej (ang. miniaturized total chemical analysis system) dużo uwagi, oprócz różnych metod transportu roztworów oraz konstrukcji miniaturowych detektorów bezpośrednio na tzw. czipie analitycznym, poświęca się również opracowaniu metod przetwarzania próbki w tych zintegrowanych urządzeniach [173]. Do zastosowań środowiskowych opracowano układ do zatężania analitów gazowych przez oznaczenie chromatograficzne na czipie i zastosowano do oznaczeń fosfonianu dimetylowego [174]. Opisano również mikroukłady do oznaczeń fluorescencyjnych jonów metali z derywatyzacją i zatężaniem przez spiętrzenie na czipie z układem elektroforezy kapilarnej [175].

Zminiaturyzowane układy FIA do zastosowań w analizie środowiskowej opracowano już z różnymi metodami detekcji. Do oznaczeń fosforanów z absorpcyjną detekcją spektrofotometryczną opracowano mikroukład z zastosowaniem mikropomp silikonowych [176]. Do oznaczeń fosforanów opracowano miniaturowy układ FIA z transportem elektrokinetycznym [177]. Oznaczenia spektrofotometryczne amoniaku w ściekach i wodzie pitnej z utworzeniem błękitu indofenolowego opracowano również na czipie silikonowym z wytrawioną optyczną kuwetą z zastosowaniem zewnętrznych


391

pomp strzykawkowych [178]. Amperometryczną detekcję enzymatyczną fosforoorganicznych pestycydów z zastosowaniem hydrolazy fosforoorganicznej zastosowano z kolei w układzie FIA z detektorem przepływowym z biosensorem na czipie silikonowym [179].

Szczególne możliwości analityczne dostarczają zminiaturyzowane na czipach układy przepływowe, w których, prócz innych operacji takich jak przeprowadzenie derywatyzacji czy zatężania, stosuje się przepływ elektroosmotyczny z rozdzielaniem elektromigracyjnym. W układach takich, w krótkim czasie i przy bardzo małym zużyciu odczynników, można przeprowadzić złożone analizy. Układy takie z oddzielnymi, cienkowarstwowymi elektrodami amperometrycznymi opracowano do oznaczania różnych grup związków o dużym znaczeniu środowiskowym. W oznaczeniach najczęściej występujących fenoli w wodach rzecznych zastosowano sitodrukową elektrodę ze złota [180], a w oznaczeniach pestycydów fosforoorganicznych - drukowane elektrody węglowe [181]. Do oznaczeń środowiskowych organicznych nadtlenków opracowano przepływowy, czipowy układ elektroforetyczny, z detektorem z dyskową elektrodą ze złota [182]. LITERATURA [1.] Stockwel P.B., Talanta, 27, 835 (1980) [2.] Trojanowicz M., Automatyzacja w analizie chemicznej, WNT, Warszawa, 1992. [3.] Skeggs Jr. L.T., Am. J. Clin. Pathol., 28, 311 (1957) [4.] Ruzicka J., Hansen E.H., Anal. Chim. Acta, 78, 145 (1975) [5.] Furman W.B., Continuous Flow Analysis. Theory and Practice, Marcel Dekker, New York, 1976 [6.] Ruzicka J., Hansen E.H., Flow Injection Analysis, Wiley, New York, 1988 [7.] Valcarcel M., Luque de Castro M.D., Flow-Injection Analysis, Principles and Applications, Ellis

Horwood, Chichester, 1987 [8.] Trojanowicz M., Flow Injection Analysis. Instrumentation and Applications, World Scientific,

Singapore, 2000 [9.] Ruzicka J., Marshall G.D., Anal. Chim. Acta, 237, 329 (1990) [10.] Wang J., Taha Z., Anal. Chim., 63, 1053 (1991) [11.] Ruzicka J., Pollema C.H. Scudder K.M., Anal.Chem., 65, 3566 (1993) [12.] Clevett K.J., Process Analyzer Technology, Wiley, New York, 1986 [13.] Nichols G.D., On-line Process Analyzers, Wiley, New York, 1988 [14.] Manka D.P. (Ed.), Automated Stream Analysis for Process Control, Academic Press, New York,

1982 [15.] Huskius D.J., Quality Measuring Instruments in On-line Process Analysis, Ellis Horwood,

Chichester, 1982 [16.] Trojanowicz M., Zagadnienia i przyrządy analizy procesowej, Rozdz. w Automatyzacja w analizie

chemicznej, WNT, Warszawa, 1992, str. 353-430 [17.] Van den Berg F.W.J., Hoefsloot H.C.J. Smilde A.K., Anal.Chem., 74, 3105 (2002) [18.] Reeves P., Anal.Chim.Acta, 190, 45 (1986) [19.] Cornish D.C., Jepson G., Smwrthwaite M.J., Sampling Systems for Process Analyzers, Butterworths,

London, 1981 [20.] Internet: www.seres-france.fr [21.] Internet: www.hach.com [22.] Internet: www.skalar.com [23.] Internet: www.drlange.com [24.] Internet: www.polymetron.com [25.] Internet: www.gliint.com [26.] Internet: www.environement-sa.com


392

[27.] Internet: www.bran-luebbe.de [28.] Coakley W.A., Handbook of Automated Analysis. Continuous Flow Techniques, M.Dekker, New

York, 1984 [29.] Trojanowicz M., Analiza przepływowa z segmentowaniem strumienia. Rozdz. w Automatyzacja w

analizie chemicznej, WNT, Warszawa, 1992, str. 121-209 [30.] Internet: www.lachatinstruments.com [31.] : www.alliance-instruments.com [32.] Internet: www.burkardscientific.co.uk [33.] ASTM Standard Test Method for Automated Determination of Ammonia Nitrogen in Water, D

1426-79 [34.] ASTM Standard Test Method for Automated Determination of Ammonia Nitrogen in Water, D

3867-85 [35.] Internet: www.timberlineinstruments.com [36.] Wang R.Y., Jarratt J.A., Keay P.J., Hawkes J.J., and Coakley W.T., Talanta, 52, 129 (2000) [37.] Dimitrakopoulos L.T., Dimitrakopoulos T., Electroanalysis, 13, 161 (2001) [38.] Chudy M., Wróblewski W., Dybko A., Brzózka Z., Sens. Actuators B, 78, 320 (2001) [39.] Farrell J.R., Iles P.J., Sands T.J., Lab. Robot. Autom., 11, 105 (1999) [40.] Thomas O., Theraulaz F., Cerda V., Constant D., Quevauviller Ph., Trends Anal. Chem., 16, 419

(1997) [41.] Campanell L., Trojanowicz M. Pyrzyńska K., Talanta, 43, 825 (1996) [42.] [Paleologos E.K., Lafis S.I., Tzouwara-Karayanni S.M., Karayannis M.I., Analyst, 123, 1005

(1998) [43.] Adams M.L., Powell K.J., Anal.Chim.Acta, 433, 289 (2001) [44.] Hirata S., Yoshihara H., Aihara M., Talanta, 49, 1059 (1999) [45.] Ahmed M.J., Stalikas C.D., Veltsistas P.G., Tzouwara-Karayanni S.M., Karayannis M.I., Analyst,

122, 221 (1997) [46.] Giokos D.L., Paleologos E.K., Karayannis M.I., Anal.Bioanal.Chem., 373, 237 (2002) [47.] Cerda A., Oms M.T., Forteza R., Cerda V., Anal.Chem.Acta, 371, 63 (1998) [48.] Lou Y., Nakano S., Holm D.A., Ruzicka J., Christian G.D., Talanta, 44, 1563 (1997) [49.] Tovar A., Moreno C., Manuel-Vez M.P., Garcia-Vargaz M., Anal.Chim.Acta, 469, 235 (2003) [50.] Bi S.P., Yang X.D., Zhang F.P., Wang X.L., Zou G.W., Fresenius J.Anal.Chem., 370, 984 (2001) [51.] Pyrzyńska, K., Gucer S., Bulska E., Water Res., 34, 359 (2000) [52.] Chung M.S., Lee Y.T., Lee H.S., J.Biochem. Mol. Biol., 31, 296 (1998) [53.] Lee H.S., Kim Y.A., Chung D.H., Lee Y.T., Int J.Food Sci.Technol., 36, 263 (2000) [54.] Simoman L., Rainina E.I., Wild J.R., Anal. Lett., 30, 2453 (1997) [55.] Jeanty G., Wojciechowska A., Marty J.L., Trojanowicz M., Anal.Bioanal.Chem., 371, 691 (2002) [56.] Neufield T., Eshkenazi I., Cohen E., Rishpon J., Biosens.Bioelectron., 15, 323 (2000) [57.] Rippeth J.J., Gibson T.D., Hart J.P., Hartley I.C., and Nelsen G., Analyst, 122, 1425 (1997) [58.] Parellada J., Narvaez A., Lopez M.A., Dominguez E., Fernandez J.J., Pavlov V., and Katakis I.,

Anal.Chim.Acta, 362, 47 (1998) [59.] Mayer U.J., Tran D., Kay G., Meusel M., Spencer F., Biocatal.Biotransform., 17, 103 (1999) [60.] Zeravic J., Skladal P., Electroanalysis, 11, 851 (1999) [61.] Marquette C.A., Blum L.J., Sens. Actuators B, 51, 100 (1998) [62.] Kramer P.M., Lab. Robot. Automat, 9, 5024 (1997) [63.] Mallat E., Barzen C., Klotz A., Brecht A., Gauglitz G., Barcelo D., Environ. Sci.Technol., 33, 965

(1999). [64.] Mallat E., Barzen C., Abuknesha R., Gauglitz G., Barcelo D., Anal.Chim.Acta, 426, 209 (2001) [65.] Aaron J.J., Coly A., Analusis, 28, 699 (2000) [66.] Coly A., Aaron J.J., Talanta, 46, 815 (1998) [67.] Ramanathan K., Danielson B., Biosensors Bioelectron., 16, 417 (2001)


393

[68.] Svitel J., Miertus S., Environ. Sci. Technol., 32, 828 (1998) [69.] Martinez-Barrachina S., Alonso J., Matia L., Prataz R., del Valle M., Anal.Chem., 71, 3684 (1999) [70.] Patel R., Patel K.S., Talanta, 48, (1999) 923 [71.] Abdel-Hamid I., Ivnitski D., Atanasov P., Wilkins E., Anal.Chim.Acta, 399, 99 (1999) [72.] Ivnitski D., Abdel-Hamid I., Atanasov P., Wilkins E., Biosensors Bioelectron., 14, 599 (1999) [73.] Yu H., Anal.Chim.Acta, 376(1), 77 (1998) [74.] Han T.S., Sasaki S., Yano K., Ikebukuro K., Atsushi K., Nagamune T., Karube I., Anal Lett., 36,

539 (2003). [75.] Keller O.C., Buffle J., Anal.Chem., 72, 943 (2000) [76.] Keller O.C., Buffle J., Anal.Chem., 72, 936 (2000) [77.] Zhou F., Aronson J.T., Ruegnitz M.X., Anal.Chem., 69, 728 (1997) [78.] Fernandez-Bobes C., Fernandez-Abedul M.T., Costa-Garcia A., Electroanalysis, 10, 701 (1998) [79.] Ivaska A., Kubiak W.W., Talanta, 44, 713 (1997) [80.] de Silva C.L., Masini J.C., Fresenius J.Anal.Chem., 367, 284 (2000) [81.] Crespi A.R., Forteza R., Cerda V., Lab. Robot. Autom., 7, 245 (1996) [82.] Alpizar J., Crespi A., Cladera A., Forteza R., Cerda V., Electroanalysis, 8, 1051 (1996) [83.] Van Staden J.F., Stefan R.I., Birghila S., Talanta, 52, 3 (2000) [84.] Zagatto E.A.G., Vicente S., Oliveira C.C., Sartini R.P., Lima J.L.F.C., J. Flow Inject.Anal., 15,

226 (1998) [85.] Van Staden J.F., Botha A., Talanta, 49, 1099 (1999) [86.] Van Staden J.F., Taljaard R.E., Anal.Chim.Acta, 323, 75 (1996) [87.] Taljaard R.E., Van Staden J.F., Anal.Chim.Acta, 366, 177 (1998) [88.] de Armas G., Cladera A., Becerra E., Estela J.M., Cerda V., Talanta, 52, 77 (2000) [89.] Aggarwal G.S., Patel K.S., Fresenius J.Anal.Chem., 362, 571 (1998) [90.] Coo L. Belmonte C.J., Talanta, 58, 1063 (2002) [91.] Oms M.T., Cerda A., Cerda V., Anal.Chim.Acta, 315, 321 (1995) [92.] Van Staden J.F., Van der Merwe T.A., Microchim. Acta, 129, 33 (1998) [93.] Munoz A., Mas F., Estela J.M., Cerda V., Anal.Chim.Acta, 350, 21 (1997) [94.] Van Staden J.F., Taljaard R.E., Microchim.Acta, 128, 223 (1998) [95.] Galhardo C.X., Masimi J.C., Anal.Chim.Acta, 417, 191 (2000) [96.] Lapa R.A.S., Lima J.L.F.C., Pinto I.V.O.S., J.Braz.Chem.Soc., 11, 170 (2000) [97.] Van Staden J.F., Botha A., Anal.Chim.Acta, 403, 279 (2000) [98.] Recalde-Ruiz D.L., Andres-Garcia E. Diaz-Garcia M.E., Anal.Lett., 33, 1603 (2000) [99.] Kamiavisdar A. Patel R.M., Microchim.Acta, 140, 119 (2002) [100.] Miro M., Cladera A., Estela J.M., Cerda V., Analyst, 125, 943 (2000) [101.] Van Staden J.F., Taljaard R.E., Anal.Chim.Acta, 344, 281 (1997) [102.] Oms M.T., Cerda A., Cladera A., Cerda V., Forteza R., Anal.Chim.Acta, 318, 251 (1996) [103.] Oms M.T., Cerda A., Cerda V., Electroanalysis, 8, 387 (1996) [104.] Rama M.J.R., Medina A.R., Diaz A.M., Microchim. Acta, 141, 143 (2003) [105.] Lapa R., Lima J.L.F.C., Pintaro I.V.O.S., Int.J.Environ.Anal.Chem., 76, 69 (2000) [106.] Vogt F., Tacke M., Jakusch M., Mizaikoff B., Anal.Chim.Acta, 422(2), 187 (2000) [107.] Luo Y., Al-Othman R., Ruzicka J., Christian G.D., Analyst, 121, 601 (1996) [108.] Cladera A., Miro M., Estela J.M., Cerda V., Anal.Chim.Acta, 421, 155 (2000) [109.] Brett C.M.A., Pure and Applied Chem., 73, 1969 (2001) [110.] Brainina K.Z., Malakhova N.A., Stojko N.Y., Fresenius J.Anal.Chem., 368, 307 (2000) [111.] Brett C.M.A., Brett A.M.O., Tugulea L., Electroanalysis, 8, 639 (1996) [112.] Fungaro D.A., Brett C.M.A., Anal.Chim.Acta, 385, 257 (1999) [113.] Turyan Y.I., Strochkova E.M., Kuselman I., Shenhar A., Fresenius J.Anal. Chem., 354, 410 (1996) [114.] Brett C.M.A., Brett A.M.O., Tugulea L., Anal.Chim.Acta, 322, 151 (1996) [115.] Brett C.M.A., Fungaro D.A., J. Braz. Chem. Soc., 11, 298 (2000)


394

[116.] Brett C.M.A., Brett A.M.O., Matysik F.M., Matysik S., Kumbhat S., Talanta, 43, 2015 (1996) [117.] Brett C.M.C., Fungaro D.A., Morgado J.M., Gil M.H., J.Electroanal. Chem., 468, 26 (1999) [118.] Fungaro D.A., Bretta C.M.A., Quimica Nova, 23, 805 (2000) [119.] Brett C.M.A., Fungaro D.A., Talanta, 50, 1223 (2000) [120.] Brett C.M.A., Brett A.M.O., Mitoseriu L.C., Electroanalysis, 7, 225 (1995). [121.] Karolczak M., Dreiling R., Adams R.N., Felice L.J., Kissinger P.T., Anal. Lett., 9, 783 (1976). [122.] Burguera M., Burguera J.L., Anal.Chim.Acta 366, 63 (1998) [123.] Pyrzyńska K., Trojanowicz M., Cri.Rev.Anal.Chem. 29, 313 (1999) [124.] Yan X.P., Sperling M., Welz B., Anal.Chem., 71, 4353 (1999) [125.] Dams R.F.J., Goosseus J., Moens, Mikrochim.Acta 119, 277 (1995) [126.] Rodushkin I., Ruth T., Klockare D., J.Anal.Atom.Spectrom. 13, 159 (1998) [127.] Grotti M., Leardi R., Genecco C., Fracheb R., Spectrochim.Acta Part B 54, 845, (1999) [128.] JWang J.H., Hansen E.H., Gammelgaard B., Talanta 54, 117 (2001). [129.] Fang Z.L., Flow Injection Separation and Preconcentration, VCH Publishers Inc., New York,

1993 [130.] Hansen E.H., Wang J., Anal.Chim.Acta 467, 3 (2002) [131.] Burguera J.L., Burguera M., Spectrochim.Acta Part B 56, 1801 (2001) [132.] Alonso E.V., de Torres A.G., Cano Pavòn J.M., Talanta 55, 219 (2001) [133.] Yan X.P., Jiang Y., Trends Anal.Chem. 20, 552 (2001) [134.] Van Staden J.F, Hattingh C.J., Anal.Chim.Acta 308, 214 (1995) [135.] Fang Z.L., Flow Injection Atomic Absorption Spectrometry, Wiley, New York, 1995 [136.] Sanz-Medel A. (Ed.) Flow Analysis with Atomic Spectrometric Detectors, Elsevier, Amsterdam,

1999. [137.] Hill S.J., Chenery S., Dwason J.B., Fisher A., Price W.J., Smith C.M.M., Sutton K.L., Tyson J.F.,

J.Anal.Atom.Spectrom., 15, 763 (2000) [138.] Evans E.H., Dawson J.B., Fisher A., Hill S.J., Price W.J., Smith C.M.M., Sutton K.L., Tyson J.F.,

J.Anal.Atom.Spectrom., 16, 672 (2001) [139.] Evans E.H., Dawson J.B., Fisher A., Price W.J., Smith C.M.M., Tyson J.F., J.Anal.Atom.

Spectrom., 17, 622 (2002) [140.] Pyrzyńska K., Martinez Calatayud J., Garcia Mateo J., Chem.Anal. (Warsaw) 46, 539 (2001) [141.] K.Kilian K., Pyrzyńska K., Anal.Sci. 18, 571 (2002). [142.] Làsztity A., Kelko-Lévari A., Zih-Perényi K., Varga I., Talanta 59, 393 (2003 [143.] Akama Y., Yamada K., Itoh O., Anal.Chim.Acta 485, 19 (2003) [144.] Kilian K., Pyrzyńska K., Fresenius J.Anal.Chem. 371, 1076 (2001) [145.] Kumar M., Rathore D.P., Singh A.K., Fresenius J.Anal.Chem. 370, 377 (2001) [146.] Das A.K., de la Guardia M., Cervera M.L., Talanta 55, 1 (2001) [147.] Kilian K., Pyrzyńska K., Chem.Anal. (Warsaw) 47, 439 (2002) [148.] Y.Ye Y., Ali A., Yin X., Talanta, 57, 945 (2002) [149.] Ali A., Yin X., Shen H., Ye Y., Gu X., Anal.Chim.Acta 392, 283 (1999) [150.] Kilian K., Pyrzyńska K., Anal.Sci. 18, 571 (2002) [151.] Yerba M.C., Carro N., Enriquez M.F., Moreno-Cid A., Garcia A., Analyst 126, 933 (2001) [152.] Yerba M.C., Garcia A., Carro N., Moreno-Cid A., Talanta 56, 777 (2002) [153.] Wang J.H., Hansen E.H., J.Anal.Atom.Spectrom. 16, 1349 (2001) [154.] Burguera J.L., Burguera M., Rondon C.R., Anal.Chim.Acta 366, 295 (1998) [155.] Fang Z.L., Xu S.K., Dong L.P., Li W.Q., Talanta 4, 2165 (1994) [156.] Liawruangrath S., Som-aum W., Thowshend A., Talanta 58, 1177 (2002) [157.] Ivanova E., Van Mol W., Adams F., Spectrochim.Acta Part B 53, 1041 (1998) [158.] K.Benkhedda, H.G.Infante, E.Ivanova, F.Adams, J.Anal.Atom.Spectrom. 15, 429 (2000) [159.] Yan X.P., Hendry M.J., Kerrich R., Anal.Chem. 72, 1879 (2000)


395

[160.] Benkhedda K., Infante H.G., Ivanova E., Adams F., Fresenius J.Anal.Chem., 368, 288 (2000) [161.] Salonia J.A., Wuilloud R.G., Gàsquez J.A., Olsina R.A., Martinez L.D., Fresenius J.Anal. Chem.

367, 653 (2000) [162.] Benkhedda K., Infante H.G., Ivanova E., Adams F., J.Anal.Atom.Spectrom. 15, 1349 (2000) [163.] Ruzicka J., Analyst 125, 1053 (2000) [164.] Wu C.H., Scampavia L., Ruzicka J., Zamost B., Analyst 126, 291 (2001) [165.] Wang J., Hansen E.H., Anal.Chim.Acta 435, 331 (2001) [166.] Wang J., Hansen E.H., J.Anal.Atom.Spectrom. 16, 1349 (2001) [167.] Wang J., Hansen E.H., Anal.ChimActa 424, 223 (2000) [168.] Wang J., Hansen E.H., Trends Anal.Chem. 22, 225 (2003) [169.] Miro M., Jończyk S., Wang J., Hansen E.H., J.Anal.Atom.Spectrom. 18, 89 (2003) [170.] Tecator Application Notes opublikowane w latach 1990-92 [171.] Van der Schoot B.H., Jeanneret S., van der Berg A., ad de Rooij N.F., Anal. Methods Instrum., 1,

35 (1993) [172.] Liu S., Dasgupta P.K., Anal. Chim. Acta, 268, 1 (1992) [173.] Lichtenberg J., de Rooij N.F., Verpoorte E., Talanta, 56, 233 (2002) [174.] Manginell R.P., Frye-Mason G.C., Kottenstette R.J., Lewis P.R., Wong C.C., Proc. Solid-State

Sensor Workshop, Hilton Head Island, 2000, 179 [175.] Kutter J.P., Ramsey R.S., Jacobson S.C., Ramsey J.M., J.Microcolumn Sep., 10, 313 (1998) [176.] Verporte E.M.J., van der Schoot B.H., Jeanneret S., Manz A., Widmer H.M., de Rooij N.F., J.

Micromech.Microeng., 4, 246 (1994) [177.] Doku G.N., Haswell S.J., Anal. Chim.Acta, 382, 1 (1999) [178.] Daridon A., Fascio V., Lichtenberg J., Wütrich R., Langen H., Verporte E., de Rooij N.F.,

Fresenius J.Anal.Chem., 371, 261 (2001) [179.] Wang J., Krause R., Block K., Musameh M., Mulchandami A., Schöning M.J., Biosensor

Bioelectron., 18, 255 (2003) [180.] Wang J., Chatrathi M.P., Tian B., Anal.Chim.Acta, 416, 9 (2000) [181.] Wang J., Chatrathi M.P., Mulchandami A., Chew W., Anal Chem., 73, 1804 (2001) [182.] Wang J., Escarpa A., Pumera M., Feldman P., J Chromatogr. A, 952, 249 (2002)

ROZDZIAŁ 17 ANALIZA PRZEPŁYWOWA W …...Rozdział 17 ROZDZIAŁ 17 ANALIZA PRZEPŁYWOWA W OCHRONIE...

Documents

Transcript of ROZDZIAŁ 17 ANALIZA PRZEPŁYWOWA W …...Rozdział 17 ROZDZIAŁ 17 ANALIZA PRZEPŁYWOWA W OCHRONIE...