Rośliny – przegląd wybranych zagadnieńbc.wydawnictwo-tygiel.pl/public/assets/94/Rośliny... ·...

Rośliny – przegląd

wybranych zagadnień

Rośliny – przegląd

wybranych zagadnień

Redakcja:

Kinga Kropiwiec Mirosław Szala

Lublin 2016

Recenzenci:

dr Renata Matraszek

dr Agata Święciło

dr n. farm. Ewa Gibuła-Bruzda

dr hab. Małgorzata Posmyk, prof. nadzw. UŁ

dr hab. Grażyna Żukowska

dr Aleksandra Seta-Koselska

dr Agnieszka Kuźniar

dr hab. Katarzyna Kozłowicz

dr Anna Serefko

dr Marcin Skowronek

dr n. o zdr. Mariola Janiszewska

dr hab. Krystyna Winiarczyk

dr hab. Mirosława Chwil

Wszystkie opublikowane rozdziały otrzymały pozytywne recenzje.

Skład i łamanie:

Ilona Żuchowska

Projekt okładki:

© Copyright by Wydawnictwo Naukowe TYGIEL sp. z o. o.

ISBN 978-83-65598-13-4

Wydawca: Wydawnictwo Naukowe TYGIEL sp. z o. o.

Głowackiego 35/341

20-060 Lublin

Spis treści

Magdalena Śmigała, Agnieszka Dąbrowska, Krystyna Winiarczyk Iris sibirica L. we florze Polski .......................................................................... 7

Marcelina Olszak Identyfikacja genetyczna gatunku Septoria tritici z materiału roślinnego ....... 17

Rafał Marciniec, Dorota Tchórzewska Chondriokineza i cytokineza podczas mikrosporogenezy u Angiospermae .... 26

Małgorzata Budzeń Pola elektryczne i ultradźwięki jako czynniki wpływające na kiełkowanie

i wzrost roślin ................................................................................................... 44

Joanna Gębura, Olha Budnyk, Krystyna Winiarczyk Etapy rozwoju gametofitu żeńskiego u wybranych przedstawicieli rodziny Commelinaceae ................................................................................................ 54

Olha Budnyk, Piotr Sugier Stopień dojrzałości i wiek oospor Chara intermedia A. Braun (Characeae) a zdolność i dynamika kiełkowania ................................................................. 63

Monika Poniewozik, Marzena Parzymies Wzrost i rozwój pędów albicji jedwabistej (Albizia julibrissin (Durazz)) w kulturach tkankowych w zależności od rodzaju i stężenia cukru w pożywce

.......................................................................................................................... 75

Dagmara Migut, Józef Gorzelany, Natalia Matłok Ocena właściwości mechanicznych świeżych i przechowywanych korzeni spichrzowych marchwi zwyczajnej Daucus carota L. .................................... 87

Magdalena Fujarowicz, Dorota Grabek-Lejko, Maciej Kluz Wpływ ogrzewania na potencjał antyoksydacyjny, stabilność barwników betalainowych soku z dwóch odmian buraka ćwikłowego (Beta vulgaris) .... 98

Łukasz Iwanowski, Damian Zgórski, Agata Karwan, Adam Kłembokowski,

Magdalena Skowronek, Natalia Liszewska, Justyna Bohacz Ocena aktywności pektynolitycznej pleśni wyizolowanych z korzeni marchwi

pochodzących z różnych systemów uprawy .................................................. 109

Kamila Nawrocka, Klaudia Kamińska, Anita Wiśniewska Rola ekspansyn w interakcji roślina-nicień .................................................... 123

Klaudia Magierowicz Znaczenie budowy morfologicznej i składu biochemicznego roślin dla

roślinożerców ................................................................................................. 134

Olga Bemowska-Kałabun, Małgorzata Wierzbicka Biotesty – dobre narzędzie do oceny zanieczyszczenia środowiska ............. 146

Alicja Kapuścińska, Izabela Nowak Wykorzystanie wybranych fitohormonów w przemyśle kosmetycznym i farmaceutycznym ......................................................................................... 160

Monika Staszowska-Karkut, Małgorzata Materska, Barbara Kulik, Robert

Waraczewski Określenie wpływu rodzaju wody na potencjał antyoksydacyjny naparów z

wybranych roślin ziołowych .......................................................................... 175

Magdalena Kręcisz, Karol Kupryaniuk, Kamila Kasprzak Żurawina – charakterystyka i właściwości funkcjonalne .............................. 185

Joanna Fabrowska, Bogusława Łęska Ulvany – biologicznie czynne siarczanowe polisacharydy izolowane

z zielenic ......................................................................................................... 194

Paulina Marczuk, Ewelina Włodarczyk Zawartość związków polifenolowych różnych rodzajów herbat czarnych oraz

ich właściwości prozdrowotne ....................................................................... 210

Małgorzata Sieradzka, Gabriela Stawieraj, Joanna Kołodziejczyk-Czepas,

Paweł Nowak Kwas rozmarynowy – naturalny, niesteroidowy lek przeciwzapalny? ......... 219

Paulina Panek, Iga Hołyńska-Iwan, Dorota Olszewska-Słonina Kapsaicyna i jej szerokie zastosowanie terapeutyczne .................................. 243

Paweł Śledziński, Agnieszka Nowak, Joanna Zeyland, Ryszard Słomski Kannabinoidy w medycynie – przegląd zagadnienia .................................... 253

Małgorzata Szabla, Ewa Kędzierska Medyczna marihuana ..................................................................................... 270

Jakub Potoczny, Aleksandra Studnicka, Magdalena Konieczna, Piotr Czekaj ABC wpływu nikotyny na transportery leków............................................... 303

Ewelina Cholewińska, Katarzyna Ognik, Anna Stępniowska Zatrucia grzybami – objawy, diagnostyka, leczenie ..................................... 320

Indeks autorów ............................................................................................... 334

7

Magdalena Śmigała1, Agnieszka Dąbrowska

2, Krystyna Winiarczyk

1

Iris sibirica L. we florze Polski

1. Charakterystyka rodzaju Iris

Kosaciec, irys (Iris L.) jest jednym z rodzajów podrodziny Iridoideae w rodzinie kosaćcowatych (Iridaceae) należącej do rzędu szparagowców

(Asparagales) w obrębie jednoliściennych (Liliopsida) [1]. Ujęcie takso-

nomiczne gatunków z rodzaju Iris wyróżnia dwa rodzaje: Juno Tratt i Xiphium

Mill. System Crescent Bloom [2] włącza te rodzaje do Iris i uznaje je za synonimy.

Kosaćce pochodzą z umiarkowanej strefy półkuli północnej. Znanych jest

ponad 250 gatunków (Index Kewensis [3]) o bardzo różnych opodobaniach siedliskowych: hydrofity, mezofity, kserofity, psamnofity, kalcyfity i kalcy-

foby. W naturalnych stanowiskach na terenie Europy występuje 30 gatunków

kosaćców, przy czym w Polsce spotyka się trzy: kosaciec żółty (Iris

pseudacorus L.), kosaciec syberyjski (I. sibirica L.) i kosaciec bezlistny (I. aphylla L.) [4]. Kosaciec trawolistny (Iris graminea L.) w naszym kraju jest

gatunkiem wymarłym [5].

Kosaćce są bylinami kłączowymi lub cebulowymi z równowąskimi, szablastymi liśćmi. Kwiaty kosaćców są promieniste, a ich długość i średnica

waha się odpowiednio w zakresie 5-15 i 8-18 cm. Występują pojedynczo lub

zebrane są w wielokwiatowe kwiatostany. Zewnętrzne działki okwiatu są odgięte w dół lub ustawione horyzontalnie. U niektórych gatunków i odmian

na działkach okwiatu, wzdłuż nerwu głównego, występują szczotkowato

ustawione włoski, zwane bródką – stąd nazwa kosaćce bródkowe. U po-

zostałych gatunków i odmian zamiast bródki widoczny jest wyraźny pas mniej lub bardziej intensywnie zabarwiony na żółto lub brązowo – stąd też nazywa

się je bezbródkowymi. Wewnętrzne działki okwiatu mają zróżnicowaną

długość i szerokość, są wzniesione i często nazywane kopułą. Słupek ma trzypłatkowe znamiona zakończone dwiema wargami, z których górna jest

barwna, a dolna stanowi właściwe znamię. Pod znamionami słupka ukryte są

trzy pręciki [6-8].

[email protected], [email protected], Zakład Anatomii i Cytologii Roślin, Wydział Biologii i Biotechnologii, Uniwersytet Marii Curie-

Skłodowskiej w Lublinie [email protected], Ogród Botaniczny UMCS, Uniwersytet Marii Curie-Skłodowskiej w Lublinie

Magdalena Śmigała, Agnieszka Dąbrowska, Krystyna Winiarczyk

8

Rodzaj Iris podzielono na szereg podrodzajów względnie sekcji i serii,

przy czym grupy gatunków w obrębie sekcji różną się od siebie w znacznym

stopniu i mają odmienne zastosowanie w ogrodnictwie. Jedną z różniących

cech jest występowanie kłączy lub cebul [9-11]. Hodowlę irysów zapoczątkowano we Francji i Anglii już w pierwszej

połowie XIX wieku, przy czym znaczne nasilenie prac hodowlanych w tych

krajach jak również w Niemczech nastąpiło po roku 1918. Niekwestio-nowanym ekspertem w dziedzinie hodowli kosaćców był William Rickatson

Dykes (1877-1925) – brytyjski amator-botanik autor wielu prac naukowych

m.in. „The Genus Iris”. Przez kolejne stulecia hodowcy uzyskali tysiące różnobarwnych odmian o dużej wartości ogrodowej. W American Iris Society

(AIS) zarejestrowanych jest obecnie około 30 tysięcy odmian w grupie

kosaćców bródkowych wysokich (Tall Bearded – TB). Są to przede wszystkim

odmiany silnie rosnące, obficie kwitnące, o kwiatach jednobarwnych lub dwu-barwnych. Z punktu widzenia projektanta terenów zieleni, kosaćce powinny

zajmować główne miejsce w rabatowych bylinowych, bowiem odznaczają się

ogromnym bogactwem form i barw, małymi wymaganiami siedliskowymi oraz względnie wysoką odpornością na niskie temperatury, choroby

i szkodniki [12-15].

Niektóre gatunki kosaćców takich jak kosaciec niemiecki (Iris×germanica L.), blady (I. pallida Lam.) i różnobarwny (Iris versicolor L.) uprawia się ze

względu na kłącza, które po okorowaniu stanowią surowiec zielarski (Rhizoma

Iridis). Zawierają one m.in. olejki eteryczne, glikozyd irydynę, garbniki, sub-

stancje śluzowe i flawonoidy, które dzięki substancjom śluzowym działają powlekająco na błony śluzowe dróg oddechowych. Flawonoidy zwiększają

wydalanie moczu. Z kolei garbniki działają przeciwbakteryjnie i ściągająco na

błony śluzowe przewodu pokarmowego. Do niedawna ziele kłącza, pod nazwą korzenia fiołkowego (Radix Iridis), podawano ząbkującym dzieciom. Jednak

ze względu na częste przypadki zapalenia jamy ustnej zaprzestano tej praktyki.

W homeopatii kłącze kosaćca stosowano

W łagodzeniu objawów migreny wywołanej stresem. Z kłączy kosaćca niemieckiego i kosaćca bladego uzyskuje się cenny w przemyśle perfume-

ryjnym olej irysowy przypominający zapach fiołków. Wykorzystywany jest on

również do aromatyzowania likierów, tytoniu i wyrobów cukierniczych. Warto pamiętać, że kwiaty zwilżone octem i wysuszone na słońcu, dostarczały

barwnika do skór i papieru [16-19].

Łacińska nazwa rodzajowa Iris, wywodzi się od greckiego Iris, tłumaczonej jako bogini tęczy lub tęcza. Ze względu na swą różnobarwność stały się więc

istotnym elementem dekoracyjnym w sztuce. W starożytności symbolem irysa

zdobiono berła faraonów, zaś w średniowieczu trumny władców [20].


9

2. Iris sibirica L.

Kosaciec syberyjski (Iris sibirica L.) przedstawiony na rysunku 1, jest

jednym z gatunków podserii Iris subser. Sibiricae w serii Iris ser. Sibiricae

i w sekcji I. sect. Limniris należącej do podrodzaju Limniris (I. subg.

Limniris) w obrębie rodzaju Iris (Classification System) [1].

Rysunek 1. Iris sibirica L. [autor A. Dąbrowska]

2.1. Morfologia

Kosaciec syberyjski jest byliną dorastającą do 120 cm wysokości. Geofit

o grubym, płożącym się kłączu. Łodyga jest wzniesiona, obła, pusta

w środku, w górnej części słabo rozgałęziona; w nasadzie mogą być obecne

resztki zeszłorocznych liści. Liście mają kształt równowąsko lancetowaty o szerokości 2-6 mm, są krótsze od łodygi. Kwiaty na szypułkach do 10 cm

długości, niebieskofioletowe, rzadko białe, z błoniastymi, brunatnymi

podsadkami, skupione są po 1-3 na łodydze. Wewnętrzne działkach okwiatu osiągają 4-7 cm długości i są wyprostowane, wyraźnie fioletowo żyłkowane;


10

zewnętrzne jajowate, zwężone poniżej połowy, odgięte, jaśniejsze od

wewnętrznych. Słupek jest dolny o znamieniu krótszym i węższym od

wewnętrznych działek okwiatu. Kosaciec syberyjski kwitnie w maju

i czerwcu. Kwiaty przedprątne, zapylane są przez trzmiele. Torebka jest elipsoidalna 3-4 mm długości, słabo kanciasta, trójgraniasta, poprzecznie

pomarszczona [7, 8, 21, 22]. Liczba chromosomów 2n=28 [23]. Wytwarza

różnokształtne nasiona, które zostały pokazane na rysunku 2.

Rysunek 2. Nasiona Iris sibirica L. [autor M. Śmigała]

2.2. Anatomia

Blaszka liściowa kosaćca syberyjskiego pokryta jest z obu stron kutyną i jest rodzaju unifacjalnego. Komórki miękiszowe, zarówno z górnej jak

i dolnej strony, mają pogrubione ściany. W epidermie liścia kosaćca obecne

są duże, owalne aparaty szparkowe i nieliczne, brodawkowate narośla


11

z zaokrąglonymi końcówkami. Mezofil jest jednorodny z grubościennymi,

owalnymi komórkami. Miękisz asymilacyjny jest luźno ułożony na dolnej

stronie liścia. W mezofilu można zaobserwować rafidy lub styloidy [24].

2.3. Rozmieszczenie

Jest to gatunek eurosyberyjski o zasięgu obejmującym Europę po połud-niową Skandynawię oraz Kaukaz, Syberię i Daleki Wschód. W Polsce

występuje w rozproszonych stanowiskach na całym obszarze niżowym oraz

w pasie południowych wyżyn [25]. Rozmieszczenie pokazano na rysunku 3.

Rysunek 3. Rozmieszczenie kosaćca syberyjskiego na terenie Europy i Polski [41]

Największe zagęszczenie stanowisk występuje m.in. na Dolnym Śląsku

[26-29], Wyżynie Lubelskiej i Roztoczu [30]. Przerwy zasięgowe zazna-czają się w środkowej części kraju, na pogórzu Karpat i samych Karpatach

[31, 32] oraz na Pomorzu Zachodnim [33].

Poszczególne populacje mają zwykle po kilkadziesiąt osobników [34-36]. Do największych należą populacje koło Krakowa oraz w Karczni-cach

w okolicach Płocka, liczące po kilka tysięcy osobników [37-39].

2.4. Warunki siedliska

Jest gatunkiem charakterystycznym dla wilgotnych i torfiastych łąk trzęślicowych ze związku Molinion oraz zespołu Molinietum caeruleae. Sporadycznie występuje w mokrej psiarze (zespół Nardo-Juncetum squarrosi) i w ziołoroślach (zespół Filipendulo-Geranietum) [40]. Kosaciec syberyjski rośnie w miejscach otwartych lub częściowo zacienionych takich jak: łąki, śródleśne polany, zarośla czy torfowiska. Preferuje wil-gotne i mokre gleby semihygrogeniczne i hydrogeniczne (czarne ziemie, gleby gruntowo-glejowe, murszowe i torfowe) o odczynie obojętnym do


12

zasadowego. Rzadziej można go spotkać na glebach płowych i brunatnych [7, 32, 41]. Przykładowe stanowisko zostało pokazane na rysunku 4.

Rysunek 4. Kosaciec syberyjski w Ogrodzie Botanicznym UMCS w Lublinie [autor A. Dąbrowska]

2.5. Zagrożenie i ochrona

Istnieje kilka przyczyn zubożenia liczebności naturalnych stanowisk kosaćca syberyjskiego. Pierwsza z nich jest ściśle powiązana z biologią tego gatunku. Jest to bylina obficie wytwarzająca nasiona, lecz odznacza-jąca się słabą zdolnością kiełkowania. Dodatkowo, spora część nasion ulega zniszczeniu przez ryjkowca – jednorka kosaćcowego (Mononychus punctumalbum Herbst 1784), który żeruje w torebkach kosaćca. Drugim niezwykle ważnym powodem niewielkiej liczby naturalnych stanowisk kosaćca jest prowadzenie na szeroką skalę osuszanie łąk [38, 42]. Zanikanie stanowisk kosaćca potęguje ekstensywna gospodarka na łąkach trzęślico-wych. Ze względu na walory estetyczne, rośliny te są przenoszone z natu-ralnych stanowisk do przydomowych ogródków [43].

Kosaciec syberyjski podlega ścisłej ochronie prawnej w Polsce, zaliczony jest do kategorii VU, czyli do gatunków narażonych na wyginięcie (Rozpo-rządzenie Ministra Środowiska z dnia 9 października 2014 roku w sprawie ochrony gatunkowej roślin poz. 1409). Wpisany jest na „Czerwoną listę roślin naczyniowych w Polsce” z kategorią zagrożenia V – narażony [44]. Zacho-wanie gatunku możliwe jest dzięki ochronie całego ekosystemu wilgotnych łąk. Pewnym zabezpieczeniem jest również fakt, że część stanowisk znajduje się na obszarach rezerwatów i parków narodowych [38, 42].


13

2.6. Wartość użytkowa

Podseria Iris subser. Sibiricae zwana potocznie grupą Irysy syberyjskie,

skupia cztery gatunki: I. sibirica L., I. sanguinea Donn ex Hornem.,

I. typhifolia Kitag. i I. phragmitetorum Hand.-Mazz. Wszystkie cztery ga-

tunki mają tę samą liczbę chromosomów 2n=28 i łatwo się ze sobą krzyżują, dając płodne mieszańce. Obecnie większość odmian hodowlanych to

mieszańce I. sibirica i I. sanguinea. Rozwój ich hodowli w ostatnich latach

pozwolił uzyskać wiele nowych odmian. Przyczyniła się do tego łatwość krzyżowania oraz możliwa wiatropylność. Jeżeli w porę nie usunie się

torebek nasiennych, to samosiejki będą się pojawiały w różnych miejscach

ogrodu, jednak potomstwo rzadko powtarza cechy roślin matecznych [23, 45]. W ostatnich latach, uzyskano wiele odmian o kwiatach białych, nie-

bieskich, fioletowych i biało-żółtych [45, 46].

Kosaciec syberyjski to ważny przedstawiciel irysów bezbródkowych

występujący na stanowiskach naturalnych w Polsce [4]. W uprawie cieszy się coraz większą popularnością. Jest to trwała bylina o małych wymaganiach

siedliskowych. Preferuje stanowiska słoneczne i półcieniste, umiarkowanie

wilgotne i wilgotne. Wymaga gleby przepuszczalnej, żyznej i próchnicznej. Może rosnąć na jednym stanowisku około 10 lat. Polecany jest na rabaty

i grupy bylinowe. Przy tworzeniu rabat w ogrodach skalnych częściej wyko-

rzystuje się niskie odmiany, które wykazują trwalsze wartości dekoracyjne niż odmiany wysokie. Kosaćce syberyjskie mogą być sadzone nad brzegami

zbiorników wodnych. Kwitną dość krótko (około 2 tygodnie), ale obficie.

Dużą wartością dekoracyjną przez cały sezon wegetacji są również ich

równowąskolancetowate liście, które jesienią przebarwiają się na żółto. Kwiaty posiadają przyjemny zapach i nadają się na kwiat cięty do bukietów

okolicznościowych i wiązanek [11-15, 21-23, 45, 48-51].

Kosaciec syberyjski był kiedyś szeroko stosowany w medycynie ludowej jako lek przeciwzapalny, moczopędny, przeciwbólowy, a także przyspie-

szający gojenie ran [24].

Literatura

1. Classification System: APG III. An update of the Angiosperm Phylogeny Group classification for the orders and families of flowering plants: APG III,

Botanical Journal of Linnean Society, 161 (2009), s. 105-121

2. Crescent Bloom – www.crescentbloom.com 3. Index Kewensis – www.theplantlist.org 4. Mirek Z., Piękoś-Mirkowa H., Zając A., Zając M. Flowering plants and

pteridophytes of Poland – a checklist. Krytyczna lista roślin naczyniowych

Polski. Biodiversity of Poland 1

5. Szafer W. Institute of Botany, Polish Academy of Sciences, Kraków 2002


14

6. Kaźmierczakowa R., Zarzycki K., Mirek Z. Polska czerwona księga roślin. Paprotniki i rośliny kwiatowe (Polish red data book of plants. Pteridophytes

and floweringplants), Wyd. III. uaktualnione i rozszerzone. Instytut Ochrony

Przyrody PAN, Kraków 2014

7. Szafer W., Kulczyński S., Pawłowski B. Rośliny polskie, Wyd. 5. s. 1019. PWN, Warszawa 1986

8. Webb D. A., Chater A. O. Iris L., [W]: Tutin T. G., Heywood V. H., Burges N. A., Moore D. M., Valentine D. H., Walters, S. M., Webb D. A. (red.),

Flora Europaea 5. Alismataceae to Orchidaceae (Monocotyledones), s. 87-92,

Cambridge University Press, Cambridge, 1980

9. Rodionienko G. J. Rod iris – Iris L., Izdatielstwo Akademii Nauk CCCP, Moskwa – Leningrad 1961

10. The Species Group of the British Iris Society (red). A Guide to Species Irises. Their Identification and Cultivation, Cambridge University Press. Cambridge 1977

11. Mathew B. The iris, Timber Press., Portland 1990 12. Köhlein F. Iris, Ulmer, Stuttgart 1981 13. Walters S. M., Brady A., Brickell C. D., Cullen J., Green P. S., Lewis J., et al.

The European Garden Flora 1: Pteridophyta, Gymnospermae, Angiospermae

– Monocotyledons 1: A manual for the identification of plants cultivated in

Europe, both out-of-doors and under glass, Cambridge Univ. Press,

Cambridge 1984

14. Weber S. Iris: die bestenArten und Sortenfür den Garden, Ulmer, Stuttgart 1997 15. Chmiel H. (red.). Uprawa roślin ozdobnych, PWRiL, Warszawa 2000 16. Hlava B., Starý F., Pospińil F., Krejčová Z. Rośliny kosmetyczne, PWRiL,

Warszawa 1984

17. Moerman D.E . Native American Ethnobotany, Timber Press, Portland 1998 18. Podbielkowski Z., Sudnik-Wójcikowska B. Słownik roślin użytkowych, Wyd.

VII. PWRiL, Warszawa 2003

19. Wyk B. E., Wink M. Rośliny lecznicze świata. Ilustrowany przewodnik naukowy po najważniejszych roślinach leczniczych świata i ich wykorzystaniu,

MedPharm Polska, Wrocław 2008

20. Kopaliński W. Słownik mitów i tradycji kultury, Oficyna Wydawnicza RYTM, Warszawa 2003

21. Warburton B. The world of Irises, The American Iris Society, Witchita, Kansas 1995

22. Epperson E. R. Basic Iris Culture, The Americam Iris Society, Purcellville, Virginia 2000

23. Komarnicki L. Irysy bezbródkowe, Wydawnicwo RS DRUK, Rzeszów 2014 24. Gontova N. T., Zatylnikova O. A. Comparative morphological and anatomical

study of leaves and stems of Iris pseudacorus and Iris sibirica, Department of

Botany, National University of Pharmancy, Kharkov, Ukraine 2013

25. Zając A., Zając M. (red.). Atlas rozmieszczenia roślin naczyniowych w Polsce, Nakładem Pracowni Chorologii Komputerowej Instytutu Botaniki

Uniwersytetu Jagiellońskiego, Kraków 2001

26. Pender K. Zagrożone gatunki zbiorowisk trawiastych na Dolnym Śląsku, Instytut Biologii Roślin, Pro Natura, str. 109-130, Wrocław 2003


15

27. Kopij G. Kosaciec syberyjski Iris sibirica na Śląsku Opolskim nie wyginął, str. 34-37, Chrońmy Przyrodę Ojczystą, Kraków 2005

28. Jermaczek M. Stanowisko kosaćca syberyjskiego Irissibirica L. na zmiennowilgotnej łące koło miejscowości Stany pod Nową Solą (woj.

lubuskie), str.29-31, Chrońmy Przyrodę Ojczystą, Kraków 2007

29. Gorzelak P. Nowe stanowisko kosaćca syberyjskiego Iris sibirica L. (Iridaceae) na Dolnym Śląsku, str. 155-160, Acta Botanica Silesiaca, 8, 2012

30. Franszczak-Być M., Dąbrowska K. Nowe stanowisko kosaćca syberyjskiego Iris sibirica na Lubelszczyznie, str. 21-23, Chrońmy Przyrodę Ojczystą,

Kraków 2000

31. Stawowczyk K. Nowe stanowisko kosaćca syberyjskiego Irissibiric L. w polskich Karpatach, str. 28-31, Chrońmy Przyrodę Ojczystą, Kraków 2005

32. Mirek Z., Pękoś-Mirkowa H. Czerwona Księga Karpat Polskich. Rośliny naczyniowe, Inst. Bot. im. W. Szafera, PAN, Kraków 2008

33. Żukowski W., Jackowiak B. Lista roślin naczyniowych ginących i zagrożonych na Pomorzu Zachodnim i w Wielkopolsce, Prace Zakładu

Taksonomii Roślin UAM, Poznań 1995

34. Danielewicz W., Wrońska-Pilarek D. Stanowisko kosaćca syberyjskiego Iris sibirica w Poznaniu, Chrońmy Przyrodę Ojczystą, str. 27-30, Kraków 2002

35. Podgórska M. Ochrona kosaćca syberyjskiego Iris sibirica na Płaskowyżu Suchedniowskim oraz na Garbie Gieniowskim w gminie Stąporków, str.30-32,

Chrońmy Przyrodę Ojczystą, Kraków 2005 36. Cuber P. Nowe stanowisko kosaćca syberyjskiego Iris sibirica L. w okolicach

zbiornika Kozłowa Góra (Górny Śląsk), str. 19-21, Chrońmy Przyrodę

Ojczystą, Kraków 2007

37. Zarzycki K. Wilgotne łąki w okolicach Czernichowa i potrzeba ich ochrony, str. 49-68, Ochr. Przyr. 25, 1958

38. Kostrakiewicz K. Aktualny stan populacji kosaćca syberyjskiego Iris sibirica na wybranych stanowiskach w okolicach Krakowa, str. 30-32, Chrońmy

Przyrodę ojczystą, Kraków 2001

39. Chełmecki Z., Korzeniak J. Nowe stanowiska kosaćca syberyjskiego Irissibirica L. w Bochni na Pogórzu Wielickim, str. 19-21, Chrońmy Przyrodę

Ojczystą, Kraków 2008

40. Matuszkiewicz W. Przewodnik do oznaczania zbiorowisk roślinnych Polski, Wyd. Nauk. PWN, Warszawa 2007

41. Pękoś-Mirkowa H., Mirek Z. Flora Polski, Atlas roślin chronionych, MULTICO Oficyna Wydawnicza, Warszawa 2003

42. Denisiuk Z. O ochronę nadwiślańskich łąk w Krakowie, str. 32-34, Chrońmy Przyrodę Ojczystą, Kraków 1987

43. Medwecka-Kornaś A. Nasze kosaćce, str. 27-30, Chrońmy Przyrodę Ojczystą, Kraków 1953

44. Zarzycki K., Szeląg Z. Red list of the vascularplants in Poland (Czerwona lista roślin naczyniowych w Polsce), [W]: Mirek Z., Zarzycki K., Wojewoda

W., Szeląg Z. (red.). Red list of plants and fungi in Poland (Czerwona lista

roślin i grzybów Polski), Instytut Botaniki im. W. Szafera PAN, Kraków 2006 45. Komarnicki L. Irysy, PWRiL, Warszawa 1993


16

46. American Iris Society (AIS) – www.irises.org 47. Middle-European Iris Society (MEIS) – www.euroiris.net 48. Augustynowicz J. Irysy, str. 203-205, Hasło Ogrodn.-Roln. 7, 1964 49. Mika B. Uroki bylin, Polski Związek Działkowców, Warszawa 1998 50. Marcinkowski J. Byliny ogrodowe – produkcja i zastosowanie, Państwowe

Wydawnictwo Rolnicze i Leśne, Warszawa 2013

51. Pogroszewska E. Przyspieszona uprawa kosaćca syberyjsiego (Iris sibirica L.) w nie ogrzewanym tunelu foliowym, Zesz. Nauk. AR Szczec., 1998


Streszczenie Celem niniejszej pracy było przedstawienie dostępnych informacji o kosaćcach, ze szczególnym uwzględnieniem Iris sibirica L. Kosaciec to jeden z rodzajów podrodziny Irioideae wśród rodziny Iridaceae (kosaćcowate), która należy do rzędu Asparagales (szparagowców) w obrębie Liliopsida (jednoliściennych) według Classification System: APG III z 2009 roku.

Dzięki Index Kawensis znanych jest ponad 250 gatunków z czego 30 występuje w Europie a w Polsce trzy. Iris zawiera podrodzaje, sekcje i serie, które znacznie różnią się od siebie. Kosaciec syberyjski (Iris sibirica L.) należy do podserii Iris subser. Sibiricae w serii Iris ser. Sibiricae oraz do sekcji Irissect. Limniris, która zawiera się w podrodzaju Limniris w obrębie rodzaju Iris. Bylina ta odznacza się małą zdolnością kiełkowania, co w znacznym stopniu spowodowane jest niszczycielską działalnością ryjkowca (Mononychus punctumalbum). Ochrona kosaćca syberyjskiego jest niezwykle ważna nie tylko ze względu na jego walory estetyczne ale także wartości użytkowe. Łatwość krzyżowania oraz wiatropylność pozwala na uzyskanie coraz to nowych odmian.

Słowa kluczowe: Iris sibirica, kosaćce, morfologia, anatomia, ekologia

Iris sibirica L. in the Polish flora

Abstract The aim of this study was to present the available information about kosaćcach, with particular emphasis on Iris sibirica L. Irisis one of the types of Irioideae subfamily of the family Iridaceae (Iridaceae), whichbelongs to the order Asparagales (szparagowców) within Liliopsida (monocots) according to Classification System: APG III, 2009. Through Index Kawensis we knowmorethan

250 species of which 30 occur in Europe and three in Poland. Iris is divided into subgenera, sections and seriesthatareverydifferent from eachother. Siberian iris (Iris sibirica L.) belongs to the subseries Irissubser. Sibirica series Irischeese. Sibirica esection and Irissect. Limniris which comprises Limniris a subgenus within the genus Iris (Classification System: APG III, 2009). Thisperennialhas a lowgerminationcapacity, which to a largeextentiscaused by the destructive activities of the we evil (Mononychus punctumalbum Herbst, 1784). Protection of siberian Iris is extremely important not only because of its a esthetic value but also the value of utility. Ease of crossingand wind-pollinationallows for more and more new varieties.

Keywords: Iris sibirica, iris, morphology, anatomy, ecology

17

Marcelina Olszak1

Identyfikacja genetyczna gatunku Septoria tritici

z materiału roślinnego

1. Wstęp

Podstawowym celem nowoczesnej produkcji roślinnej jest uzyskanie

wysokich i dobrych jakościowo plonów, przy możliwie niskich nakładach

ekonomicznych. W Polsce głównym kierunkiem produkcji rolniczej jest

uprawa zbóż. Według danych Głównego Urzędu Statystycznego (GUS) w 2012 roku zboża stanowiły blisko 74% ogólnej powierzchni krajowych

zasiewów [1]. Popularność tego typu upraw wynika w Polsce przede

wszystkim z korzystnych warunków klimatyczno-glebowych, stosunkowo niskiej pracochłonności, względnie prostej technologii produkcji, łatwości

przechowywania plonów, jak również ich transportu i sprzedaży. Sytuacja

panująca na rynku zbóż ma istotny wpływ dla całej gospodarki żyw-nościowej kraju. Zboża są podstawowym surowcem do produkcji pasz, co

decyduje o opłacalności ekonomicznej produkcji zwierzęcej, szczególnie

żywca [1].

O strukturze gatunkowej uprawianych zbóż decydują przede wszystkim warunki klimatyczno-glebowe. W Polsce w produkcji zbóż dominuje

pszenica zwyczajna Triticum aestivum ssp. vulgare. W około 4/5 całkowitej

powierzchni zasiewów występuje forma ozima, a zaledwie 1/5 to forma jara [2]. Według danych szacunku wynikowego GUS powierzchnia uprawy

zbóż ogółem w roku 2015 wyniosła ok. 7,5 mln ha, w tym powierzchnia

zasiewu pszenicy ok. 2,4 mln ha. Uprawa zbóż intensywnych (pszenicy,

pszenżyta i jęczmienia) stanowiła ok. 70,4% w 2015 roku, a w 2014 roku 66,5% [3, 4].

Ważnym czynnikiem ograniczającym plonowanie zbóż są choroby

grzybowe. Szczególnie dotyczy to pszenicy ozimej, która w ciągu całego okresu wegetacji jest atakowana przez wiele patogenów. Podstawową wadą

intensywnej uprawy pszenicy ozimej w Polsce jest ograniczenie liczby

roślin, które tworzą z nią zmianowanie na polu. Zboża są zbyt często uprawiane po sobie, co powoduje wzrost zagrożenia roślin na patogeny

gromadzące się w glebie. Ponadto wysokie nawożenie przedplonów może

niekorzystnie wpływać na zdrowotność pszenicy przez wzrost zagrożenia

[email protected], Katedra Biotechnologii, Żywienia Człowieka i Towaroznawstwa Żywności, Wydział Nauk o Żywności i Biotechnologii, Uniwersytet Przyrodniczy w Lublinie

Marcelina Olszak

18

roślin ze strony Puccinia recondita f. sp. tritici, Blumeria graminis,

Tapesia yallundae i wielu innych.

Znajomość zagrożeń, właściwy dobór przedplonów i zastosowanie

nowoczesnych metod identyfikacji grzybów może obniżyć zagrożenie ze strony chorób powodowanych przez te patogeny [5].

2. Cel pracy

Celem pracy jest charakterystyka gatunku Septoria tritici wraz z obja-

wami chorobowymi występującymi na liściach pszenicy ozimej oraz przedstawienie genetycznych metod identyfikacji patogenu opartych na

reakcji PCR (łańcuchowa reakcja polimerazy).

3. Opis zagadnienia

Septorioza paskowana liści pszenicy powodowana jest przez grzyby workowe Mycosphaerella graminicola (stadium bezpłciowe: Septoria

tritici). Jest to jedna z najważniejszych chorób atakujących liście zbóż.

Charakteryzuje się ona występowaniem zmian martwiczych na liściach

i łodygach. Obecnie septorioza jest uważana za jedną z najbardziej niszczących plony chorób pszenicy, która znacznie podnosi koszty upraw

ze względu na zwiększone stosowanie fungicydów [6, 7].

Septoria tritici jest patogenem mało poznanym, szczególnie ze strony molekularnej. Mała wiedza w zakresie oddziaływania pomiędzy grzybem

a rośliną utrudnia dobór odpowiednich strategii zwalczania choroby. Wiele

problemów sprawia dimorfizm grzyba, ponieważ wydłuża on fazę utajoną po zainfekowaniu rośliny. Jest to faza, w której grzyb jest związany

z powierzchnią liści, ale nie wykazuje żadnych objawów chorobowych.

W lecie w warunkach polowych faza ta utrzymuje się około 14 dni,

a w chłodniejsze dni nawet do 28 dni. Występuje problem z doborem odpowiedniego fungicydu oraz jego dawki, ponieważ trudno jest oszacować

postęp choroby. Ponadto środki grzybobójcze wykazują skuteczność tylko

przez około 7 dni w ciągu całego okresu utajonej infekcji. Wtedy po zastosowaniu oprysku pomimo tego, że na liściach nie są obserwowane

zmiany chorobowe, rolnik nie ma pewności czy grzyb się nadal

rozprzestrzenia. Ważne jest więc wykrycie patogenu już na wczesnych etapach

rozwoju choroby, w czym pomocne okazują się nowoczesne techniki biologii molekularnej [8, 9].

3.1. Biologia grzyba

Grzyb Septoria tritici wykazuje dużą różnorodność morfologiczną.

Najczęściej hodowaną w laboratorium formą wegetatywną tego grzyba są makropyknidiospory. Są to struktury wielokomórkowe, składające się z 4-8

Identyfikacja genetyczna gatunku Septoria tritici z materiału roślinnego

19

wydłużonych komórek o wymiarach 1,5-3,5 µm szerokości i 40-100 µm

długości. Ponadto Septoria tritici produkuje również mikropyknidiosposy,

małe komórki o wymiarach około 1 µm szerokości i 5-10 µm długości oraz

struktury jednokomórkowe. Komórki te wytwarzane są w wyniku pączko-wania bocznego i z makropyknidiosporów. Zdolność do wzrostu wegeta-

tywnego w kilku formach jest cechą charakterystyczną dla wielu grzybów

chorobotwórczych [10].

3.1.1. Rozmnażanie bezpłciowe

W rozmnażaniu bezpłciowym biorą udział zarodniki lub konidia. Są one

przezroczyste (bezbarwne) o nitkowatym kształcie i są wytwarzane

w wyspecjalizowanych strukturach piknidiach. Każdy z zarodników posiada od 3-7 niewyraźnych przegród. Kiełkowanie zarodników odbywać

się może z komórek bocznych lub pośredniczących. W trakcie okresu

wegetacyjnego może wystąpić wiele cykli rozmnażania bezpłciowego.

Zarodniki wytwarzane są najczęściej w okresie dużej wilgotności liści, co sprzyja powstawaniu nowych zakażeń [6].

3.1.2. Rozmnażanie płciowe

W obrębie zmian chorobowych produkowane są także owocniki płciowe

zwane pseudotecjami. Grzyb Septoria tritici ma dwubiegunowy, hetero-taliczny system rozmnażania. Części uczestniczące w procesie rozmnażania

płciowego muszą połączyć się ze sobą. Formowane pseudotecja są kształtu

kulistego, są ciemnobrązowe i mają około 68-114 µm średnicy. Askospory umieszczone w każdym worku po 8 sztuk są bezbarwne, eliptyczne

i złożone są z dwóch komór o zróżnicowanej długości. Askospory są

wyrzucane z worków w okresie dojrzałości i duży wpływ mają na to

wahania wilgotności [6, 8]. Konidia mogą kiełkować w ciągu 12 godzin po kontakcie z liśćmi pszenicy przy wysokiej wilgotności powietrza. Do po-

myślnej infekcji w warunkach wysokiej wilgotności potrzeba co najmniej

20 godzin. Następnie dochodzi do pierwotnej penetracji liścia. Strzępki przedostają się przez szparki i rozmnażają zewnątrzkomórkowo w mezo-

filu, ale nie penetrują ich ani komórek naskórka. Objawy makroskopowe

choroby zazwyczaj nie pojawiają się przed upływem dziewięciu dni po

kontakcie z grzybem [7, 9]. Styl życia grzyba jest hemibiotropiczny. We wczesnym etapie zakażenia

grzyb żywi się apoplastem co wskazuje na biotropizm, natomiast

w późniejszym etapie wykorzystuje martwe tkanki gospodarza, co nazywane jest nekrotrofizmem [6, 10].

Marcelina Olszak

20

3.1.3. Cykl rozwojowy grzyba

Zakażenie grzybem w dużej mierze inicjowane jest zarodniki workowe

przenoszone z wiatrem oraz przez zarodniki obecne na resztkach

pozostałych po poprzednim sezonie upraw. Do porażenia pierwotnego

u pszenicy ozimej dochodzi już jesienią. Askospory przedostają się przez szparki liścia do wnętrza komórek rośliny i rozrastają się wewnątrz

komórek z niewielkim przyrostem biomasy. Kolejnym etapem jest faza

wzrostu nekrotroficzna. Na liściach widoczne są początkowo małe i żółte plamki. W dalszym etapie plamy te rozszerzają się i zajmują coraz większą

powierzchnię liścia, tworząc długie i wąskie plamy nekrotyczne. Nie ma

widocznego odgraniczenia pomiędzy zmianami chorobowymi, a zdrową tkanką. Najsilniej porażone są liście w dolnej części rośliny, które

w efekcie infekcji zamierają. Ponadto w obrębie szparek rozwijają się

piknidia, które rozmieszczone są w rzędach równolegle do unerwienia liści.

Zarodniki z nich uwalniane w sprzyjających warunkach wilgotności atakują sąsiednie liście, a nawet inne sąsiednie rośliny [7, 11].

3.1.4. Metody zapobiegania chorobie

Stosowanie odpowiednich zabiegów agrotechnicznych pomaga

zapobiegać rozwojowi choroby. Istnieje kilka metod ograniczających rozwój patogenu:

stosowanie płodozmianu ograniczającego zbyt duży udział zbóż;

przyorywanie resztek pożniwnych i usuwanie samosiewów;

odpowiednie przygotowanie gleby do siewu poprzez stosowanie wczesnej podorywki i starannej orki jesiennej;

przestrzeganie zasad agrotechniki: ilość wysiewu dostosowana do typu odmiany i warunków siedliskowych;

optymalne nawożenie azotem – unikanie przenawożenia, które sprzyja infekcjom liści;

terminowe stosowanie orek i podorywek;

dobór odpowiednich odmian – o podwyższonej odporności na porażenie grzybem;

stosowanie zdrowego, kwalifikowanego materiału siewnego;

eliminacja źródeł infekcji poprzez odpowiednie zaprawianie materiału siewnego fungicydami;

stosowanie opóźnionego siewu względem terminu optymalnego, co w znacznym stopniu zmniejsza porażenie we wczesnych fazach rozwoju rośliny;


21

terminowe wykonanie oprysków fungicydami, gdy porażenie obej-muje 5-10% liści, od końca fazy strzelania w źdźbło do fazy

kłoszenia [11, 12].

4. Genetyczna identyfikacja grzybów

W ostatnich latach dużego znaczenia nabrały genetyczne metody identyfikacji grzybów wykorzystujące narzędzia biologii molekularnej. Powszechnie stosowana jest obecnie technika PCR (łańcuchowa reakcja polimerazy). Analizy molekularne stosowane są zarówno do identyfikacji jak i przy charakteryzowaniu i różnicowaniu szczepów. Dotychczas prakty-kowane metody morfologiczne identyfikacji w niektórych przypadkach były zawodne, ponieważ poszczególne gatunki są do siebie bardzo podobne fenotypowo. Ponadto ten sam szczep może w różnych temperaturach lub na różnych podłożach laboratoryjnych rosnąć inaczej. Metody molekularne natomiast eliminują te problemy. Wyniki analiz molekularnych otrzymuje się stosunkowo szybko, są one wiarygodne i powtarzalne. Analiza DNA umożliwia nie tylko identyfikację wybranych izolatów, ale również sprawdzenie obecność określonych genów, na przykład odpowiedzialnych za produkcję toksyn grzybowych [13]. Ważną zaletą metod genetycznych jest również to, że ich wyniki nie zależą od stanu fizjologicznego badanych organizmów [14].

Technika PCR została opracowana przez amerykańskiego biochemika Karyego Mullisa w 1984 roku. Polega ona na powieleniu w warunkach laboratoryjnych sekwencji wybranych fragmentów materiału genetycznego [15]. Jest metodą bardzo wydajną, w ciągu kilku godzin możliwe jest uzyskanie 10

6-10

9 kopii wyjściowych fragmentów DNA. Mieszanina

reakcyjna do reakcji PCR obejmuje: matrycowy DNA (materiał genetyczny przeznaczony do powielenia), pary starterów (fragmentów DNA komplementarnych do sekwencji flankujących badany odcinek DNA), polimerazę DNA (enzym katalizujący syntezę DNA), deoksynukleotydy (dNTP) oraz bufor. W kolejnych etapach mieszanina reakcyjna jest cyklicznie ogrzewana do temperatury charakterystycznej dla fazy cyklu reakcji. Pojedynczy cykl składa się z następujących etapów: denaturacji matrycowego, wyjściowego DNA (rozplecenie dwuniciowego fragmentu DNA na pojedyncze nici na skutek działania wysokiej temperatury), annealingu (hybrydyzacja starterów do nici DNA) oraz elongacji (dobudo-wywaniu komplementarnych odcinków DNA i wydłużaniu łańcucha z wykorzystaniem termostabilnej polimerazy DNA i dNTP). Te trzy etapy powtarzane są w każdym cyklu reakcji PCR. Cały proces zachodzi w termocyklerze – minicieplarce umożliwiającej zmianę temperatury o kilkadziesiąt stopni w zaledwie kilka sekund. Najczęściej przeprowa-dzane jest od 25 do 40 cykli reakcji PCR. Najważniejszą zaletą reakcji łańcuchowej polimerazy jest fakt, że z niewielkiej ilości materiału

Marcelina Olszak

22

wyjściowego możliwe jest otrzymanie w warunkach laboratoryjnych wielu kopii fragmentów genu. Produkty reakcji PCR są podstawą do dalszych analiz takich jak rozdziały elektroforetyczne i sekwencjonowanie [15; 16].

Wyjściowy materiał genetyczny potrzebny do przeprowadzenia reakcji PCR uzyskuje się poprzez izolację DNA z grzybów. Powszechnie stosowane są dwie metody izolacji: wykorzystująca rozpuszczalniki organiczne oraz kolumienkowa. Powszechniej stosowana jest metoda wykorzystująca rozpuszczalniki organiczne opracowana w 1980 roku przez Murray’a i Thompsona. Istnieje kilka odmian od wyjściowej metody izolacji (np.: według Möller’a), ale w większości wykorzystują one bromek haksadecylotrimetyloamoniowy (CTAB). Izolacja odczynnikami organicz-nymi może być również wykorzystywana do oczyszczenia DNA z mate-riału roślinnego, polisacharydów i zanieczyszczeń polifenolowych [17]. Zanieczyszczenia występują bardzo często przy analizie próbek pocho-dzących ze środowiska. Niektóre związki nieorganiczne i organiczne np.: mocznik, polisacharydy, kwasy humusowe są inhibitorami reakcji PCR. Inhibitory w znacznym stopniu osłabiają lub całkowicie hamują reakcję amplifikacji DNA [15; 16]. Obecnie stosowane są także modyfikacje tej metody izolacji głównie w celu obniżenia kosztów procedury. Przykładem takich modyfikacji jest wykorzystanie promieniowania mikrofalowego, wydłużenie etapu wstępnej denaturacji, zastosowanie wodorotlenku sodu lub głębokiego mrożenia [17].

Na rynku dostępnych jest obecnie wiele gotowych zestawów do izolacji materiału genetycznego grzybów, wykorzystujących izolację DNA metodą kolumienkową. W skład każdego zestawu wchodzą minikolumny ze zło-żem krzemionkowym, zestaw odczynników umożliwiających oczyszczanie i elucję DNA oraz procedura postępowania. Postępując zgodnie z wytycz-nymi w krótkim czasie uzyskuje się całkowite DNA komórkowe grzybów, gotowe do dalszych analiz. Przykładem zestawu do izolacji DNA z grzybów jest GeneMATRIX Plant and Fungi DNA Purification Kit produkowany przez firmę EURx. Uzyskane DNA jest pozbawione zanieczyszczeń w postaci RNA, białek, detergentów, barwników, soli, lipidów, kationów dwuwartościowych, związków buforowych oraz organicznych inhibitorów enzymów [17].

Kolejnym etapem po izolacji materiału genetycznego grzyba i nastawieniu reakcji PCR jest przeprowadzenie elektroforezy agarozowej w celu sprawdzenia efektu amplifikacji DNA. Technika ta wykorzystuje zdolność cząsteczek kwasów nukleinowych do migracji w żelu agarozowym. DNA obdarzony jest silnym ładunkiem ujemnym i w polu elektrycznym przemieszcza się w kierunku od anody do katody. Żel natomiast stanowi włóknistą sieć ograniczającą swobodną migrację rozdzielanych fragmentów. Szybkość przemieszczania się fragmentów DNA zależy od ich wielkości, kształtu i ładunku [16]. W praktyce wykrywanie produktów reakcji PCR przeprowadzane jest za pomocą elektroforezy żelowej na żelu agarozowym


23

z dodatkiem fluorescencyjnego barwnika DNA – bromku etydyny lub SYBR Green. Cała procedura rozdzielenia produktów trwa około godziny [18].

Obecnie do wykrywania, identyfikacji i klasyfikacji grzybów wykorzysty-wane są także modyfikacje bazowej reakcji PCR. Powszechnie stosowaną metodą jest SCAR tzw. specyficzny PCR. Technika polega na amplifikacji wyjściowego fragmentu DNA za pomocą pary primerów ściśle zdefinio-wanego obszaru genomu. Używane startery mają długość od 17 do 24 nukleo-tydów i często uzyskane są z badań metodą RAPD. Analiza SCAR jest bardzo przydatna zarówno w identyfikacji jak i charakteryzowaniu grzybów. Bardzo często jest stosowana jako analiza porównawcza genomów organizmów, co pomaga w ustaleniu lub zweryfikowaniu przynależności gatunkowej badanego mikroorganizmu. Inną modyfikacją klasycznej metody PCR jest RT-PCR (reverse-transcription – PCR). RT-PCR jest bardzo przydatny do badań aktywności genów, ich funkcji i działania. Metoda ta wykorzystuje enzym odwrotną transkryptazę, który katalizuje przemianę RNA w cDNA. [14]. Inną bardzo zaawansowaną techniką jest real-time PCR. Jest to nowoczesna metoda, która w czasie rzeczywistym mierzy produkty powstające bezpo-średnio po każdym cyklu reakcji. Produkty PCR mogą być monitorowane poprzez użycie fluorescencyjnych, interkalujących barwników DNA np.: SYBR Green lub za pomocą specyficznych sond nukleotydowych np.: sonda TaqMan. Barwniki dodane do mieszaniny reakcyjnej łączą się z kwasami nukleinowymi, a następnie wysyłają sygnał fluorescencyjny proporcjonalny do ilości uzyskanego DNA. Sygnał ten mierzony jest przez specjalnie przygo-towany do tego termocykler do Real-Time PCR. Analiza produktu w czasie rzeczywistym umożliwia oszacowanie początkowej ilości DNA. Wszystkie etapy zachodzą w zamkniętych naczyniach, przez co ograniczone jest do minimum ryzyko zanieczyszczenia próby. Metoda ta jest bardzo czuła i szybka, jednak również stosunkowo kosztowna [19]. W dzisiejszych czasach real-time PCR jest najlepszą metodą detekcji grzybów [14].

5. Podsumowanie

Grzyb Septoria tritici stanowi poważne zagrożenie dla rolnictwa poprzez znaczące ograniczenie ilości i jakości plonów. Porażając pszenicę powoduje choroby, pogarsza wzrost i prawidłowy rozwój rośliny [5, 6]. W ostatnich latach odkryto wiele analiz umożliwiającychbadania nad składem biocenozyi rozmieszczeniem przestrzennym mikroorganizmów w środowisku. Analizy bazowane na biologii molekularnej są uzupeł-nieniem metod klasycznych. Techniki te posiadają wiele zalet takich jak szybkość reakcji i powtarzalność wyników, niezawodność i możliwość zbadania dużej ilości prób jednocześnie. Ponadto techniki te mają znaczną przewagę nad metodami tradycyjnymi, ponieważ są one uniezależnione od hodowli mikroorganizmów na podłożach mikrobiologicznych [16]. Wyko-rzystanie łańcuchowej reakcji polimerazy z zastosowaniem starterów

Marcelina Olszak

24

specyficznych dla gatunku Septoria tritici znacznie ułatwia szybką diag-nostykę septoriozy liści pszenicy powodującej duże straty gospodarcze. Wykrycie czynnika chorobotwórczego już we wczesnych stadiach rozwoju ułatwia dobranie odpowiednich metod zapobiegających dalszemu rozprze-strzenianiu się patogenu [8, 9].

Literatura

1. www.arr.gov.pl/data/00321/rynek_zboz_2013_pl(dostęp 08.08.2016) 2. Gaj R., Grzebisz W., Horoszkiewicz-Janka J., Igras J., Jajor E., Korbas M.,

Matysiak K., Michalski T., Mrówczyński M., Olejarski P., Paradowski A., Podolska G., Pruszyński G., Pruszyński S., Rutkowska A., Sułek A., TratwalA., Wachowiak H., Zielińska W., Zych J. pod redakcją Korbas M., Mrówczyński M. Integrowana produkcja pszenicy ozimej i jarej, Instytut Ochrony Roślin Państwowy Instytut Badawczy, Poznań 2009, s. 9-20

3. stat.gov.pl/obszary-tematyczne/rolnictwo-lesnictwo/uprawy-rolne-i-ogrodnicze/wynikowy-szacunek-produkcji-glownych-ziemioplodow-rolnych-i-ogrodniczych-w-2014-r-,5,12. (dostęp 08.08.2016)

4. stat.gov.pl/obszary-tematyczne/rolnictwo-lesnictwo/uprawy-rolne-i-ogrodnicze/wynikowy-szacunek-produkcji-glownych-ziemioplodow-rolnych-i-ogrodniczych-w-2015-r-,5,13. (dostęp 08.08.2016)

5. Kurowski T.P., Marks M., Makowski P. Jaźwińska E. Zdrowotność pszenicy ozimej w stanowiskach po różnych sposobach dwuletniego ugorowania, Fragmenta Agronomica, 26 (3) (2009), s. 102-108

6. Ponomarenko A., Goodwin S.B., G.H.J. Kema. Septoriatriticiblotch (STB) of wheat, Plant Health Instructor., (2011), DOI:10.1094/PHI-I-2011-0407-01

7. Eriksen L., Munk L. The occurrence of Mycosphaerellagraminicola and its anamorthSeptoriatritici in winter wheat during the growing season, European Journal of Plant Pathology, 109 (2003), s. 253-259

8. Fones H., Gurr S. The impact of Septoriatritici Blotch disease on wheat: An EU perspective, Fungal Genetics and Biology, 79 (2015), s. 3-7

9. O’Driscoll A., Kildea S.,Doohan F., Spink J., Mullins E. The wheat-Septoria conflict: a new front opening up?, Trends in Plant Science, 19, 9 (2014)

10. Steinberg G. Cell biology of Zymoseptoriatritici: Pathogen cell organization and wheat infection, Fungal Genetics and Biology 79 (2015), s. 17-23

11. www.notatnikrolnika.pl/index.php/rdza-brunatna-pszenicy (dostęp 08.08.2016)

12. Bancal P., Bancal M. O., Collin F., Gouache D. Identifying traits leading to tolerance of wheat to Septoriatritici blotch, Field Crops Research 180 (2015), s. 176-185

13. Wolny-Koładka K. Grzyby z rodzaju Fusarium – występowanie, charakterystyka i znaczenie w środowisku, Kosmos Problemy nauk biologicznych., 63, 4, 305 (2014), s. 623-633

14. Suchorzyńska M., Misiewicz A. Mikotoksynotwórcze grzyby fitopatogeniczne z rodzaju Fusarium i ich wykrywanie technikami PCR, Postępy Mikrobiologii., 48,3 (2009), s. 221-230


25

15. Mohini J., Deshpande J. D. Polymerase chain reaction: methods, principles and application, International Journal of Botany and Research 1, 5 (2010), s. 81‐97

16. Raszka A., Ziembińska A., Wiechetek A. Metody i techniki biologii molekularnej w biotechnologii środowiskowej, Environmental Engineering, 2, 106 (2009), s. 101-114

17. Kuzdraliński A., Paterek A., Gierasimiuk N. Charakterystyka grzybów z rodzaju Fusarium oraz nowoczesne metody ich identyfikacji, Nauki Przyrodnicze. 2, 4, s. 4-18

18. Knoll S., Vogel R. F., Niessen L. Identification of Fusarium graminearum in cereal samples by DNA Detection Test StripsTM, Letters in Applied Microbiology, 34 (2002), s. 144-148

19. Chołuj J., Przewodowski W. Technika PCR i jej modyfikacje w identyfikacji patogenów ziemniaka, Ziemniak Polski 3 (2014), s. 40-45

Identyfikacja genetyczna gatunku Septoria tritici z materiału

roślinnego

Streszczenie

W Polsce głównym kierunkiem produkcji rolniczej jest uprawa zbóż. Wynika to przede wszystkim ze sprzyjających warunków klimatyczno-glebowych, stosunkowo niskiej praco-chłonności oraz prostej technologii produkcji. W krajowej produkcji zbóż dominującym gatun-kiem jest pszenica. Sytuacja na rynku zbóż ma znaczny wpływ na gospodarkę żywnościową kraju. Sektor zbożowy dostarcza bowiem podstawowego surowca wykorzystywanego przy produkcji pasz dla zwierząt. Plonowanie zbóż jest w dużej mierze ograniczane przez choroby grzybowe. Szczególnie dotyczy to pszenicy ozimej, która w ciągu całego okresu wegetacyjnego jest atakowana przez wiele gatunków patogenów. Ważną jednostką chorobową w uprawie

pszenicy jest septorioza paskowana liści pszenicy wywoływana przez gatunek Septoria tritici. Straty w plonie pszenicy wynosić mogą od 5 do 30% w zależności od warunków środo-wiskowych i stopnia rozwoju choroby. Opracowanie obejmuje charakterystykę gatunku Septoria tritici, opis objawów chorobowych obserwowanych na pszenicy oraz genetyczne metody identyfikacji patogenu. Słowa kluczowe: PCR, pszenica ozima, Septoria tritici, septorioza liści pszenicy

Genetic identification of the species Septoria tritici from plant material

Abstract

In Poland, the main direction of agricultural production is the cultivation of cereals. This results primarily from favorable climate and soil conditions, relatively low labor intensity and simple production technology. In the domestic production of cereals wheat is the dominant species. The situation on the cereals market has a significant impact on the food economy of the country. Cereals sector provides the basic stock used in the production of animal feed. Yields of cereals is largely limited by fungal diseases. Especially winter wheat throughout the vegetation period is under attack by many species of pathogens. An important disease entity in the cultivation of wheat is Septoriatritici blotch caused by Septoria tritici species. The losses in the yield of wheat

can be from 5 to 30% depending on the environmental conditions and the severity of the disease. The study covers the characteristics of the species Septoriatritici, description of symptoms observed in wheat and genetic methods to identify the pathogen. Keywords: PCR winter wheat, Septoria tritici, Septoria tritici blotch

26

Rafał Marciniec1, Dorota Tchórzewska

2

Chondriokineza i cytokineza

podczas mikrosporogenezy u Angiospermae

1. Wstęp

Rozmnażanie płciowe (generatywne) ma olbrzymie znaczenie nie tylko

dla rozwoju i rozprzestrzeniania się organizmów, ale także umożliwia im

przystosowywanie się do zmieniających się warunków środowiska

naturalnego. U roślin okrytonasiennych (Angiospermae) wszelkie zjawiska związane z rozmnażaniem generatywnym zachodzą w kwiecie, który jest

przeważnie zbudowany z działek kielicha, płatków korony, pręcików

i słupka, umieszczonych na dnie kwiatowym. Rozmnażanie generatywne odbywa się dzięki żeńskim komórkom rozrodczym (makrosporom), które

powstają w słupku, oraz męskim komórkom rozrodczym (mikrosporom)

powstającym w pręcikach. Pręciki składają się z nitki i główki utworzonej przez dwa pylniki, zawierające po dwa woreczki pyłkowe, tzw. mikro-

sporangia. Dojrzałe mikrosporangia są wypełnione pasmami komórek

sporogennych, zwanymi macierzystymi komórkami mikrospor (PMC),

które otoczone są warstwą komórek tapetum. Komórki tapetum pełnią funkcje odżywcze, wytwarzają liczne materiały budulcowe wykorzysty-

wane przez PMC podczas rozwoju i dojrzewania, szczególnie podczas

tworzenia postmejotycznej ściany wokół ziaren pyłkowych. PMC dzieląc się mejotycznie przekształcają się w haploidalne mikrospory (gamety

zawierające połowę, w stosunku do komórki macierzystej, liczby chromo-

somów w jądrze komórkowym). W tym wieloetapowym, skomplikowanym

procesie zwanym mikrosporogenezą, zachodzi szereg przemian, charakte-rystycznych jedynie dla PMC.

Podczas podziału mejotycznego następuje podział jądra komórkowego

(kariokineza), która zachodzi w dwóch etapach. Pierwszym etapem jest podział redukcyjny chromosomów, a drugim podział zachowawczy

– mitotyczny [1]. Podczas pierwszego etapu następuje crossing-over,

w wyniku którego dochodzi do wymiany materiału genetycznego pomiędzy 1 [email protected], Zakład Anatomii i Cytologii Roślin, Wydział Biologii i Biotechnologii, Uniwersytet Marii Curie-Skłodowskiej, Akademicka 19, 20-033 Lublin, Polska, www.umcs.pl 2 [email protected], Zakład Anatomii i Cytologii Roślin, Wydział Biologii i Biotechnologii, Uniwersytet Marii Curie-Skłodowskiej, Akademicka 19, 20-033 Lublin, Polska, www.umcs.pl

Chondriokineza i cytokineza podczas mikrosporogenezy u Angiospermae

27

chromosomami homologicznymi, co jest niezwykle ważnym procesem,

gdyż prowadzi do zwiększenia różnorodności genotypów [2, 3, 4, 5, 6].

W trakcie mejozy oprócz kariokinezy zachodzi także nie mniej istotny

proces, jakim jest chondriokineza – przemieszczanie się i rozdział do komórek potomnych organelli komórkowych oraz cytokineza – podział

cytoplazmy. Chondriokinezę obserwowano już pod koniec XIX wieku

a w 1938 roku została ona usystematyzowana przez Bąkowskiego [7]. Od tego czasu opisywano przemieszczanie się organelli komórkowych podczas

podziału mejotycznego u wszystkich grup roślin, zarówno w męskiej jak

i żeńskiej linii rozwojowej. W niniejszym opracowaniu przedstawiono aktualny stan wiedzy na temat tak ważnego procesu zachodzącego podczas

mejozy jakim jest przemieszczanie się i rozdział do komórek potomnych

organelli komórkowych.

Z procesem kariokinezy, chondriokinezy oraz cytokinezy, zarówno funkcjonalnie, jak i strukturalnie, nierozerwalnie związany jest szkielet

cytoplazmatyczny komórki. Są to włókna białkowe, które w formie trój-

wymiarowej sieci przenikają cytoplazmę. Złożone są z polimerów strukturalnych zawierających białko zasadnicze i liczne białka dodatkowe.

W skład cytoszkieletu wchodzą trzy klasy włókien, różniące się strukturą

i funkcją. Mirkotubule (MT) – zbudowane z tubuliny α i β, filamenty pośrednie – włókna o zróżnicowanym składzie białkowym oraz mirko-

fialmenty (MF) – zbudowane z białka aktyny [za 8].

2. Chondriokineza

Podczas mejozy w mikrosporognezie organella komórkowe (chondrion)

nie przemieszczają się w przypadkowy sposób ale według określonego wzorca. Proces ten jest charakterystyczny dla gatunku i niezwykle ważny,

ponieważ dotyczy organelli autonomicznych, takich jak plastydy i mito-

chondria. Organella te uczestniczą w dziedziczeniu cytoplazmatycznym, dlatego ich precyzyjny rozdział w trakcie mejozy, warunkuje powstanie

żywotnych mikrospor, natomiast zaburzenia w rozdziale tych organelli

często powodują cytoplazmatyczną męską sterylność [3]. W swojej klasy-

fikacji Bąkowski wyróżnił u roślin cztery główne typy chondriokinezy: obojętny, otoczkowy, biegunowy oraz równikowy. Oprócz tego opisał typy

pośrednie np. obojętno-otoczkowy oraz złożone np. obojętno-równikowy.

Opisane przez Bąkowskiego liczne warianty wskazują na to, że istnieje duża różnorodność rodzajów przemieszczeń organelli komórkowych

podczas mejozy, które są charakterystyczne dla poszczególnych gatunków

roślin. Kluczowym kryterium, które stanowiło o określeniu typu chondrio-kinezy, było położenie organelli w dwóch fazach mejozy: metafazie I

i telofazie I. Bąkowski klasyfikując chondriokinezę opierał się na pracach

Rafał Marciniec, Dorota Tchórzewska

28

pochodzących z końca XIX i początku XX wieku, dlatego zdarza się, że

w późniejszych opracowaniach autorzy, u niektórych gatunków roślin

zweryfikowali te dane. Jednak najnowsza literatura dotycząca przemieszczeń

organelli komórkowych podczas mikrosporognezy nie jest zbyt obszerna, dlatego w niniejszej pracy szczegółowo opisano jedynie kilka typów

chondriokinezy. Opisując typy chondriokinezy przytoczono przykładowe

gatunki roślin, ale w związku ze skąpymi danymi, w przykładach tych nie ograniczono się jedynie do Angiospermae.

Macierzyste komórki mikrospor przed mejozą zawierają cytoplazmę,

bogatą w rybosomy oraz proplastydy, mitochondria, diktiosomy i kanały retikulum endoplazmatycznego (ER). Komórki takie posiadają celulozową

ścianę komórkową a także połączone są ze sobą oraz ze ścianą mikro-

sporangium licznymi plazmodesmami. Dzięki temu procesy zachodzące na

początku mikrosporogenezy w mejocytach są zazwyczaj synchroniczne w obrębie worka pyłkowego [9]. We wczesnej profazie I w mejocytach

przybywa pęcherzykowatych wakuol, rozbudowują się kanały gładkiego ER

i zmniejsza się ilość rybosomów co daje efekt rozrzedzenia cytoplazmy [10]. Na celulozowej ścianie takich komórek odkładana jest kaloza, polisacharyd,

który otacza każdy mikrosporocyt i powoduje, że zanikają plazmodesmy [11,

12]. Już od wczesnej profazy I następują przegrupowania organelli komór-kowych, które niekiedy są niezwykle dynamiczne. W mikrosporogenezie,

zarówno z cytokinezą sukcesywną, jak i równoczesną, opisano różne rodzaje

zgrupowań w profazowych komórkach:

zgrupowania złożone z plastydów i mitochondriów – jedna lub dwie grupy [13-15];

złożone z plastydów i części mitochondriów, podczas gdy pozostałe mitochondria otaczają jadro komórkowe [14, 16, 17];

osobne zgrupowanie plastydów i osobne złożone z mitochondriów [18];

jedno zgrupowanie złożone z plastydów i mitochondriów oraz drugie po przeciwnej stronie jądra złożone z licznych cystern retikulum

endoplazmatycznego [19]. Wyżej wymienione zgrupowania organelli zazwyczaj są krótkotrwałe

i pod koniec profazy I lub na początku metafazy I ulegają rozproszeniu

i organella przemieszczają się w sposób charakterystyczny dla danego typu

chondriokinezy. Jednym z najczęściej opisywanych typów jest chondriokineza

równikowa. W tym typie plastydy i mitochondria w profazie I formują dwie grupy, które widoczne są na dwóch biegunach komórki, jak to opisano u Equisetum [13], Onoclea, Stangria i Impatiens [12], a czasami na jednym biegunie np. u Nymphea [14, 15]. Zgrupowania takie obserwowano przez krótki okres profazy I a następnie pod koniec tej fazy u Nymphea organella widoczne były z jednej strony jądra w płaszczyźnie równikowej


29

komórki. W zgrupowaniu takim pozostawały aż do telofazy I, w której to fazie przemieszczały się i formowały równikową płytkę organelli między telofazowymi jądrami. Natomiast u Equisetum, Onoclea, Stangria i Impatiens organella komórkowe w płaszczyźnie równikowej komórki grupowały się dopiero w metafazie I gdzie widoczne były po obu stronach metafazowej płytki chromosomów. Następnie w telofazie I chondrion formował płytkę pomiędzy jadrami potomnymi i w takim położeniu organella pozostawały aż do telofazy II, gdzie formowały kolejną płytkę oddzielającą 4 jadra potomne. Można więc powiedzieć, że u gatunków opisanych powyżej, pomimo iż początkowo chondriokineza wskazywała na biegunowy charakter, to ponieważ już pod koniec profazy I lub w metafazie I organella zgrupowane były w płaszczyźnie równikowej komórki, chondriokinezę tę określamy jako równikową. Taki typ chondriokinezy opisywany był również u: Equisetum palustre [20], E. limosum [21], E. variegatum [22], E. hyemale [23], E. fluviatile [24] oraz Cypripedium californicum [25]. Schemat chondriokinezy typu równiko-wego przedstawia Rysunek 1.

Rysunek 1. Rozmieszczenie organelli w chondriokinezie typu równikowego. A – wczesna profaza I, B – (Equisetum, Onoclea, Stangria, Impatins), B`(Nymphaea) – późna profaza I, C

(Equisetum, Onoclea, Stangria, Impatins), C`(Nymphaea) metafaza I, D – anafaza I, E – telofaza I, F – telofaza II, [12, zmienione]

Niewiele posiadamy doniesień odnośnie obojętnego typu chondrio-kinezy. Bąkowski opisuje go u mejocytów Orchis latifolius na podstawie pracy Siwickiej-Tarwidowej [26]. Jest to gatunek, u którego podczas mikrosporogenezy zachodzi mejoza z cytokinezą sukcesywną, czyli po pierwszym podziale, w telofazie II, powstaje kalozowa ściana. W tym typie chondriokinezy organella komórkowe podczas wszystkich faz mejozy rozproszone są równomiernie w cytoplazmie mejocytów. Nie tworzą one nawet, często występującego, krótkotrwałego zgrupowania w komórkach profazowych. Schemat obojętnego typu chondriokinezy przedstawia Rysunek 2.


30

Rysunek 2. Rozmieszczenie organelli w chondriokinezie typu obojętnego. A – wczesna profaza I, B – metafaza I, C – anafaza I, D – telofaza I, E – metafaza II, F – telofaza II [12, zmienione]

Jednym ze złożonych typów jest chondriokineza obojętno-równikowa.

W tym typie chondriokinezy, obserwowanej w mikrosporogenezie z cyto-

kinezą równoczesną, organella komórkowe są równomiernie rozmiesz-czone w cytoplazmie komórek profazowych (Fot. 1a). W takim rozpro-

szeniu pozostają aż do anafazy I, w której to fazie stopniowo, przemiesz-

czają się do płaszczyzny równikowej komórki. W telofazie I powstaje równikowa płytka organelli pomiędzy jądrami potomnymi. Często obser-

wowano, że w płytce takiej organella ułożone są w charakterystyczne

warstwy: plastydy-mitochondria-plastydy (Fot. 1b). W takim ułożeniu

pozostają aż do anafazy II gdy przemieszczają się pomiędzy formujące się cztery jądra potomne, aby w telofazie II oddzielić je od siebie (Fot.1c). Pod

koniec telofazy II powstaje przegroda pierwotna, następnie ściana

komórkowa, a organella komórkowe przemieszczają się w kierunku jąder potomnych (Fot. 1d). Taki typ chondriokinezy opisano u Tropaeolum

peregrinum [27], Ginkgo biloba [28], Psilotum nudum [29, 30] oraz

Arabidopsis thaliana [31]. Schemat chondriokinezy typu obojętno-rów-nikowego w mikrosporogenezie z cytokinezą równoczesną przedstawia

Rysunek 3.

Obojętno-równikowa chondriokineza, opisywana była także u Larix

decidua i Tradescantia virginica [12, 32], oraz obserwowano ją u Tinantia erecta (obserwacje własne, niepublikowane). U tych gatunków podczas

mikrosporogenezy zachodzi cytokineza sukcesywna. W tym przypadku

organella komórkowe w pierwszym podziale mejotycznym zachowują się tak samo, jak w wyżej opisanej chondriokinezie. W profazowych mejo-

cytach aż do anafazy I są one równomiernie rozmieszczone w cytoplazmie

(Fot. 2a, b) a następnie stopniowo, przemieszczają się do płaszczyzny

równikowej komórki. W telofazie I także powstaje równikowa płytka organelli pomiędzy jądrami potomnymi (Fot. 2c). Jednak pod koniec

telofazy I, w obrębie płytki organelli, powstaje kalozowa ściana, i drugi

podział mejotyczny odbywa się w diadzie – dwukomórkowym mejocycie (Fot. 2d). W diadzie organella komórkowe rozpraszają się w cytoplazmie

i tak rozproszone pozostają do późnej anafazy II, kiedy to znowu stop-


31

niowo grupują się w płaszczyźnie równikowej komórki. W telofazie II

powstaje ściana pomiędzy jądrami potomnymi (Fot. 2e). Można powie-

dzieć, że uformowanie po pierwszym podziale mejotycznym ściany,

warunkuje rozproszenie się oragnelli komórkowych w cytoplazmie mejo-cytów. Schemat chondriokinezy typu obojętno-równikowego w mikro-

sporogenezie z cytokinezą sukcesywną przedstawia Rysunek 4.

Fot. 1. Dzielące się mejotycznie komórki Psilotum nudum L. a – wczesna profaza I, b – telofaza I (P – plastyd, M – mitochondrium), c – wczesna telofaza II, d – późna telofaza II [a, c, d – 29, b – 30]

Rysunek 3. Rozmieszczenie organelli w chondriokinezie typu obojętno-równikowego. A – profaza I, B – metafaza I, C – anafaza I, D – telofaza I, E – metafaza II, F – telofaza II

[7, zmienione]


32

Rysunek 4. Rozmieszczenie organelli w chondriokinezie typu obojętno-równikowego w mikrosporogenezie z cytokinezą sukcesywną. A – wczesna profaza I, B – anafaza I,

C – wczesna telofaza I, D – późna telofaza I, E – metafaza II, F – telofaza II [7, zmienione]

Fot. 2. Dzielące się mejotycznie komórki Tinantia erecta. a – wczesna profaza I, b – metafaza I, c – późna anafaza I, d – telofaza I, e – telofaza II [fot. własne, niepublikowane]

Jednym z czterech głównych typów wg. klasyfikacji Bąkowskiego jest

chondriokineza biegunowa. W tej chondriokinezie organella komórkowe

w trakcie późnej profazy I gromadzą się na przeciwległych biegunach komórki. W takich biegunowych skupieniach pozostają aż do telofazy I.

W późnej telofazie I, kiedy to uformowana zostaje ściana komórkowa

i powstaje diada, następuje rozproszenie organelli komórkowych, i tak równomiernie rozproszone w cytoplazmie mejocytu pozostają one aż do

końca mejozy. Chondriokinezę biegunową opisał Bąkowski na podstawie

prac: Allen [33] i Motte [34], którzy obserwowali ją u Polytrichum


33

juniperinum, poza tym opisano ją u Vicia faba [35] oraz Iris olbiensis [36].

Schemat chondriokinezy typu biegunowego obserwowanej podczas

mikrosporogenezy z cytokinezą sukcesywną przedstawia Rysunek 5.

Rysunek 5. Rozmieszczenie organelli w chondriokinezie typu biegunowego. A – wczesna profaza I, B – późna profaza I, C – metafaza I, D – wczesna telofaza I, E– późna telofaza I, F –

metafaza II, G – wczesna telofaza II, H – późna telofaza II [7, zmienione]

Kolejnym rodzajem chondriokinezy jest typ otoczkowy, który charakterystyczny jest dla gatunków z rodziny Malvaceae. Obserwowano go

u Malva sylvestris i Lavatera trimestris [37], Lavatera thuringiaca [38, 39]

oraz u Gossypium arboreum i Alcea rosea [39]. W tym typie chondriokinezy organella komórkowe wprawdzie na początku profazy I rozproszone są

równomiernie w cytoplazmie (Fot. 3a), ale pod koniec tej fazy gromadzą się

w formie wyraźnej warstwy otaczającej jądro komórkowe. Od tego momentu

kariokineza zarówno w pierwszym, jak i w drugim podziale mejotycznym odbywa się w cytoplazmie ograniczonej przez otoczkę organelli

komórkowych. W metafazie I organella otaczają zwartą warstwą wrzeciono

kariokinetyczne wraz z metafazowymi chromosomami (Fot. 3b). Podczas anafazy I następuje chwilowe rozproszenie organelli, aż do momentu, gdy

w telofazie I formowane są dwa jądra potomne. W tym czasie oragnella

ponownie grupują się wokół jąder i otaczają je zwartą warstwą. Drugi podział mejotyczny również zachodzi wewnątrz otoczek złożonych głównie

z plastydów i mitochondriów (Fot. 3c). Sytuacja powtarza się w anafazie II

i w konsekwencji wokół każdego z czterech nowo powstałych jąder

formowana jest otoczka złożona z organelli komórkowych. Okazuje się, że w tym typie chondriokinezy organella nie ulegają rozproszeniu zaraz po

zakończeniu mejozy. Nawet po rozpadzie tetrady na pojedyncze mikrospory

u gatunków z rodziny Malvaceae obserwowano organella komórkowe


34

zgrupowane wokół jądra [38, 39]. Schemat chondriokinezy typu otoczkowego

obserwowanej podczas mikrosporogenezy przedstawia Rysunek 6.

Fot. 3. Dzielące się mejotycznie komórki Lavatera thuringiaca L., a – wczesna profaza I,

b – metafaza I, c – metafaza II [38]

Rysunek 6. Rozmieszczenie organelli w chondriokinezie typu otoczkowego. A – wczesna profaza I, B – późna profaza I, C – metafaza I, D – telofaza I, E – metafaza II, F – telofaza II [12,

zmienione]

Otoczkowo-równikowy typ należy do złożonych rodzajów chondriokinezy. Opisano go u Nephrodium molle [40] oraz Chondrilla juncea [41]. W tym

typie chondriokinezy organella komórkowe początkowo rozproszone

w cytoplazmie pod koniec profazy I skupiają się w formie otoczki wokół jądra komórkowego. Podobnie jak w otoczkowym typie, pierwszy podział

mejotyczny zachodzi w obrębie przestrzeni zamkniętej przez organella

komórkowe. Jednak w anafazie I, odmiennie niż w opisanym powyżej typie otoczkowym, organella ulegają rozproszeniu i w telofazie I grupują się


35

w formie płytki w płaszczyźnie równikowej komórki, pomiędzy jądrami

potomnymi. Od tego momentu chondriokineza przebiega tak jak w typie

równikowym. Schemat chondriokinezy typu otoczkowo- równikowego

przedstawia Rysunek 7.

Rysunek 7. Rozmieszczenie organelli w chondriokinezie typu otoczkowo-równikowego. A – wczesna profaza I, B – późna profaza I, C – metafaza I, D – telofaza I, E – metafaza II,

F – telofaza II [7, zmienione]

3. Cytokineza

Podczas mejozy w procesie mikrosporogenezy zachodzi również

cytokineza – podział cytoplazmy poprzez uformowanie ściany komórkowej.

W zależności od fazy mejozy, w której proces ten następuje, wyróżniamy

cytokinezę równoczesną lub sukcesywną. Natomiast płaszczyzna podziału komórki zależy od położenia jądra, które definiuje podział cytoplazmy poprzez

MT i MF fragmoplastu formujące się od otoczki jądrowej [42, 43, 44, 45].

Cytokineza sukcesywna jest typowa dla większości mszaków, paprotników, nagonasiennych i okrytonasiennych jednoliściennych, natomiast równoczesna

cytokineza zachodzi podczas mejozy u większości okrytonasiennych

dwuliściennych [46, 47, 48, 49]. W związku z tym, że cytokineza sukcesywna występuje u mszaków Davis [46] sugeruje, że jest ona prymitywniejsza od

cytokinezy równoczesnej.

W cytokinezie sukcesywnej ściana zakłada się już po pierwszym podziale

mejotycznym, w telofazie I. Pomiędzy jądrami potomnymi gromadzone są pęcherzyki pochodzące z aparatu Golgiego i retikulum endoplazmatycznego,

zawierające prekursory ściany [50]. Grupowanie tych pęcherzyków może

następować od środka mejocytu do jego brzegów – odśrodkowo (centry-fugalnie), lub dośrodkowo (centrypetalnie). W telofazowych mejocytach po-

między jądrami potomnymi, odśrodkowo formowana jest bogata w kalozę

ściana, a drugi podział mejotyczny zachodzi w diadzie, czyli dwukomórko-

wym mejocycie (Fot. 4a). Następnie pod koniec telofazy II (Fot. 4b), w każdej z komórek diady także odśrodkowo formowana jest ściana pierwotna [41, 51].

W sukcesywnym typie cytokinezy zazwyczaj obie cytokinezy są centryfu-

galne, co opisywano m. in. u Zea mays, Tradescantia czy Triticum [za 52].


36

Fot. 4. Cytokineza w dzielących się mejotycznie komórkach Allium ampeloprasum L., a – profaza II (diada), b – telofaza II, c – tetrada mikrospor. Mikroskop świetlny z kontrastem

Nomarskiego, preparty gniecione, barwione acetokarminem [fot. własne, niepublikowane]

W przypadku cytokinezy równoczesnej drugi podział mejotyczny odbywa się w obrębie jednej komórki – w dwujądrowym mejocycie. W takiej komórce organella grupujące się w miejscach przyszłych przegród pierwotnych, zastępują niejako ścianę, rozdzielając przestrzenie, w których zachodzi kariokineza. Ściana komórkowa formowana jest w telofazie II, wzdłuż wewnętrznej warstwy płytki organelli (Fot. 1d). W tym typie cytokinezy kierunek tworzenia ściany komórkowej może następować odśrodkowo co obserwowano u Helleborus i Schisandra [za 52]. Dośrodkowy, centrypetalny kierunek, opisywany był u Magnolia kobus [53]. Schemat cytokinezy sukcesywnej i równoczesnej przedstawia Rysunek 8.

Rysunek 8. Schemat przedstawiający cytokinezę: A – sukcesywna, B – równoczesna [52, zmienione]

U Angiospermae powstałe tuż po podziale mejotycznym 4 mikrospory, otoczone są wspólną kalozową ścianą i ułożone są względem siebie w charakterystyczny sposób. Wyróżniamy ułożenie tetrad liniowe, rombo-idalne, czworokątne, krzyżowe, tetraedryczne lub w kształcie litery T. W wyniku cytokinezy sukcesywnej najczęściej powstają tetrady ułożone liniowo, tetragonalnie lub w kształcie litery T. Po cytokinezie równoczesnej występuje ułożenie tetragonalne, romboidalne lub tetraedryczne [54, 55]. Zróżnicowanie ułożenia mikrospor w tetradzie przedstawia Rysunek 9.


37

Rysunek 9. Schemat przedstawiający układ komórek w tetradach mikrospor po cytokinezie: A – sukcesywnej, B – równoczesnej. Ułożenie tetrad: c – liniowe, d – w kształcie litery T,

e – tetragonalne, f – romboidalne, g – tetraedralne [55, zmienione]

4. Cytoszkielet w mikrosporogenezie

Bardzo ważną rolę na każdym etapie mikrosporogenezy odgrywa szkielet cytoplazmatyczny. Zaburzenia w formowaniu prawidłowych konfiguracji cytoszkieletu podczas mikrosporogenezy w konsekwencji prowadzą do powstania niepłodnych ziaren pyłku [56, 57] lub nawet aborcji PMC [30, 38, 58, 59]. Szczegółowe badania z wykorzystaniem nowoczesnych metod immunocytochemicznego znakowania cytoszkieletu, pozwoliły na opisanie wielu konfiguracji mikrotubul i mikrofilamentów, które pojawiają się podczas mejozy i są charakterystyczne dla poszcze-gólnych gatunków roślin. W związku z tym, że cytoszkielet odgrywa bardzo ważną rolę nie tylko w kariokinezie, ale także w chondriokinezie i cytokinezie, poniżej opisano konfiguracje obserwowane podczas mikro-sporogenezy. Z konieczności ograniczono się jedynie do głównych i naj-bardziej typowych konfiguracji.

W odróżnieniu od podziału mitotycznego przed mejotyczną profazą I, pod koniec fazy G2 cyklu życiowego komórki, nie powstaje pierścień preprofazowy, który w mitozie wyznacza płaszczyznę podziału komórki [60, 61, 62, 63, 64]. Na początku mejozy, we wczesnej profazie I, następuje rozpad kortykalnej sieci mikrotubul i w cytoplazmie mejocytu pojawia się tubulina w postaci drobnych ziaren i krótkich odcinków. W diplotenie odcinki takie gromadzą się wokół jądra w stycznym i radialnym ułożeniu, a w diakinezie formowane są polarne (biegunowe) włókna wrzeciona kariokinetycznego, znajdujące się pomiędzy grupami chromosomów homo-logicznych. We wczesnej metafazie I widoczne są całe pęczki mikrotubul, które polimeryzują na kinetochorach biwalentów, tworząc włókna kinetochorowe wrzeciona kariokinetycznego. Dzięki skracaniu poprzez depolimeryzację takich włókien, w anafazie I i II następuje przesuwanie chromosomów homologicznych do przeciwległych biegunów komórki.


38

W telofazie I i II MT biegunowe wrzeciona kariokinetycznego także ulegają depolimeryzacji a pomiędzy jądrami potomnymi pojawiają się mikrotubule, które formują tzw. fragmoplast. Mikrotubule fragmoplastu wydłużają się od otoczki jądrowej powstałych jąder i stykają na tzw. „zakładkę” w płasz-czyźnie równikowej komórki. Ta konfiguracja cytoszkieletu odpowiada za transport substancji budujących kalozową ścianę w cytokinezie sukcesywnej oraz za formowanie równikowej płytki organelli komórkowych w cyto-kinezie równoczesnej. W tym ostatnim typie cytokinezy w telofazie II pomiędzy jądrami potomnymi powstaje czterobiegunowy fragmoplast, związany z dystansowaniem jąder potomnych i wytworzeniem przegrody pierwotnej [65]. Formowana jest ściana komórkowa w efekcie czego powstają 4 mikrospory z radialnym okołojądrowym układem mikrotubul. Natomiast w mejozie z cytokinezą sukcesywną w telofazie II nie tworzy się czterobiegunowy fragmoplast, lecz dwa oddzielne uformowane pomiędzy jądrami potomnymi [za 8, 25, 64, 66].Ostatecznie powstaje tetrada mikrospor z centralnie położonym jadrem i radialnie ułożonymi wokół niego mikrotubulami [67]. W dojrzałych mikrosporach, w których centralnie położona jest wakuola, jądro znajduje się w pobliżu plazmolemy a cytoszkielet formuje sieć w cytoplazmie i otacza jądro. Uważa się, że przemieszczanie jądra zależy zarówno od rozwijającej się wakuoli, jak i od mikrotubul okołojądrowych [68, 69].

W trakcie mejozy we wszystkich konfiguracjach mikrotubulom towa-rzyszą mikrofilamenty. Są one współzależne nie tylko strukturalnie, ale także funkcjonalnie. Wzajemne oddziaływanie MT i MF ma miejsce nawet pomiędzy ich monomerami [70]. Jednakże oprócz typowych dla MT konfiguracji, mikrofilamenty, we wszystkich fazach mejozy, w formie bardzo gęstej sieci przenikają cytoplazmę mejocytu, otaczając organella komórkowe [za 8, 30, 61, 71].

5. Podsumowanie

Podsumowując można stwierdzić, że opisywane przegrupowania organelli komórkowych podczas podziału mejotycznego, przebiegają w sposób uporządkowany. Poszczególne typy chondriokinezy są charakte-rystyczne dla dużych grup roślin np. dla rodziny. Uważa się, że grupowanie i przemieszczanie się organelli jest niezwykle ważne nie tylko dla precyzyj-nego rozdziału ich do komórek potomnych, ale także dla prawidłowego przebiegu mejozy. Takie struktury jak równikowa płytka organelli (w telofazie I i II) oraz otoczka (w chondriokienzie otoczkowej), spełniają podobne funkcje – wyznaczają obszary, w których zachodzi kariokineza. Zgrupowania organelli zapobiegają np. fuzji jąder w telofazie I, a następnie separują wrzeciona kariokinetyczne w metafazie II oraz telofazowe jądra w telofazie II. Hipotezę tą potwierdza fakt, że w mejozie z cytokinezą sukcesywną, organella komórkowe także grupują się i tworzą równikową płytkę w telofazie I, jednak tylko do momentu, gdy pod koniec telofazy I


39

powstaje kalozowa ściana. Po utworzeniu ściany, organella ulegają równomiernemu rozproszeniu w cytoplazmie obu komórek diady. W związku z tym można powiedzieć, że istnieje ścisła zależność pomiędzy typem chondriokinezy i rodzajem cytokinezy w mejozie podczas mikrosporogenezy. Ponadto, pragniemy podkreślić, że nie tylko proces kariokinezy, ale także chondriokinezy i cytokinezy, na każdym etapie mejozy, jest ściśle związany z MT i MF formującymi w cytoplazmie mejocytów kolejne konfiguracje [30, 38, 72].

Literatura

1. Villeneuve A. M., Hillers K. J. Whence meiosis?, Cell., 106 (2001), s. 647-650 2. Olszewska M., Małuszyńska J., Rogalska S. Podstawy cytogenetyki roślin,

Warszawa, Wydawnictwo Naukowe PWN, 1999 3. Majewska-Sawka A., Sadoch Z. Cytoplazmatyczna męska sterylność roślin

– mechanizmy biologiczne i molekularne, Kosmos. Problemy Nauk Biologicznych., 52 (4) (2003), s. 413-423

4. Zienkiewicz K., Bednarska E. Genetyczna i molekularna charakterystyka mikrosporogenezy u roślin okrytonasiennych, Postępy Biologii Komórki., 33 (2006), s. 555-581

5. Harrison C. J., Alvey E., Henderson I. R. Meiosis in flowering plants and other greenorganisms, Journal of Experimental Botany., 61 (2010), s. 2863-2875

6. Wijnker E., Schnitter A. Control of the meiotic cell division program in plants, Plant Reproduction., 26 (2013), s.143-158

7. Bąkowski Z. Versuch einer Klassifizierung der Chondriokinese bei Kormophyten, Acta Societatis Botanicorum Poloniae, 15 (1938), s. 323-369

8. Schliwa M. The cytoskleleton. An introductory survey, Cell Biology Monographs, 13 (1986), s. 5-130

9. Heslop-Harrison J. Cytoplasmic connexions between angiosperm meiocytes, Annals of Botany, 30 (1966), s. 221-230

10. Bednara J., Sokołowska-Kulczycka A. Ultrastruktura tapetum i pyłku Stellaria media L., Societas Scientiarum Lodziensis, 34 (4) (1980), s. 1-4

11. Giełwanowska I. Przemieszczenia organoidów w sporogenezie Equisetum L., Praca doktorska, UMCS, Lublin 1985

12. Rodkiewicz B., Duda E. Aggregations of organelles in meiotic cells of higher plants, Acta Societatis Botanicorum Poloniae, 57(4) (1988), s. 637-654

13. Bednara J., Giełwanowska I., Rodkiewicz B. Regular arrangements of mitochondria and plastids during sporogenesis in Equisetum, Protoplasma., 130 (1986), s. 145-152

14. Rodkiewicz B., Duda E., Kudlicka K. Organelle aggregations during microsporogenesis in Stangeria, Nymphaea and Malva, [W]: Cresti M., Gori P., Pacini E. (eds)., Sexual Reproduction of Higher Plants, Springer-Verlag, Wien, 1988, s. 175-180

15. Rodkiewicz B., Duda E., Bednara J. Organelle aggregations during microsporogenesis in Nymphea, Flora, 183 (1988), s. 397-404

16. Rodkiewicz B., Bednara J., Duda E., Mostowska A. Cytoplasmic organelles during meiosis I in microsporocytes of Stangeria, Annales de l'Université et de l'ARERS Reims, 23 (1988), s. 48-50


40

17. Rodkiewicz B., Bednara J., Kuraś M., Mostowska A. Organelles and cell walls of microsporocytes in a cycad Stangeria during meiosis I, Phytomorphology, 38 (2,3) (1988), s. 99-110

18. Audran J. C. Contribution à l‟étude morphologique et cytologique de la formation du grain de pollen chez le Stangeria paradoxa, Comptes Rendus de l'Académie des Science Paris, 258 (1964), s. 4322-4325

19. Bednara J., Rodkiewicz B. Cytoplasmic organelles in microsporocytes of Larix and sporocytes of Polystichum, Annales de l'Université et de l'ARERS Reims, 23 (1988), s. 51-53

20. Lewitsky G. Die chondriosomen in der Gonogenese bei Equisetum palustre L., Planta, 1 (1926), s. 301-316

21. Jungers V. Mitochondries, chromosomes et fuseau dans les sporocytes de l`Equisetum limosum, La Cellule, 43 (1934), s. 321-340

22. Lenoir M. Étude vitale de la sporogénèse et des phénomènes d'apparence électro-magn étiques concomitants chez l'Equisetum variegatum, La Cellule, 42 (1934), s. 355-408

23. Bednara J., Rodkiewicz B. Distribution of plastids and mitochondria during sporogenesis in Equisetum hyemale, [W]: Sexual reproduction in seed plants, ferns and mosses, Willemse M. T. M., van

Rośliny – przegląd wybranych zagadnieńbc.wydawnictwo-tygiel.pl/public/assets/94/Rośliny... ·...

Documents

Transcript of Rośliny – przegląd wybranych zagadnieńbc.wydawnictwo-tygiel.pl/public/assets/94/Rośliny... ·...