ĆWICZENIA LABORATORYJNE Z BIOCHEMII

ĆWICZENIA LABORATORYJNE

Z BIOCHEMII

2016/2017 semestr zimowy

Literatura pomocna w przygotowywaniu sie do ćwiczeń z biochemii:

1. J.M. Berg, J. L. Tymoczko, L. Stryer: ,,Biochemia" Wydawnictwo Naukowe

PWN, W-wa 2005 (starsze wydanie 1998 r.)

2. L. Kłyszejko-Stefanowicz: ,,Ćwiczenia z biochemii" Wydawnictwo Naukowe

PWN. (W-wa 2005 (starsze wydanie 1999 r.)

3. B. D. Hames, N. M. Hooper, J. D. Houghton "Krótkie wykłady: Biochemia"

Wydawnictwo Naukowe PWN, Warszawa 2002

Uwaga!

Na wszystkich ćwiczeniach z biochemii obowiązuje znajomość przeliczania stężeń

REGULAMIN ĆWICZEŃ Z BIOCHEMII

1. Ćwiczenia laboratoryjne z Biochemii prowadzone są w formie 7 ćwiczeń.

2. Student ma obowiązek przygotować się samodzielnie do ćwiczeń z zagadnień oraz przebiegu ćwiczenia podanych w instrukcji. Student ma obowiązek posiadać instrukcję opisującą dane ćwiczenie na zajęciach.

3. Student ma obowiązek nosić fartuch przebywając w Sali laboratoryjnej.

4. W przypadku braku fartucha lub/i instrukcji do danego ćwiczenia Student nie będzie miał możliwości uczestniczyć w zajęciach.

5. Obecność na ćwiczeniach jest obowiązkowa.

6. W przypadku nieobecności (np. choroba), Student ma obowiązek dostarczyć na kolejnych zajęciach Prowadzącemu stosowne usprawiedliwienie (zwolnienie lekarskie, opatrzone datą, pieczątką i podpisem lekarza). Dopuszczalna jest 1 usprawiedliwiona nieobecność w semestrze.

7. W przypadku nieobecności, istnieje możliwość odrobienia danego ćwiczenia z inną grupą (o ile liczba osób w danej grupie nie przekroczy 12), ale tylko po wcześniejszym uzgodnieniu z Prowadzącym.

8. Za każde wykonane ćwiczenie Student otrzymuje ocenę, na którą składa się:

a. ocena ze sprawdzianu z materiału obejmującego część teoretyczną i zagadnienia podane w instrukcji;

- sprawdzian może odbyć się przed rozpoczęciem części doświadczalnej (wejściówka) lub w trakcie trwania ćwiczenia (w zależności od przebiegu ćwiczenia).

- uzyskana ocena ze sprawdzianu jest oceną ostateczną, nie ma możliwości poprawy oceny w innym terminie

- na podstawie oceny ze sprawdzianu wystawiana jest ocena końcowa za ćwiczenie

b. poprawne wykonanie części doświadczalnej ćwiczenia, aktywność

- Student może uzyskać dodatkowy punkt za aktywność na zajęciach, wiedzę dodatkową na dany temat oraz za aktywny udział w dyskusji, co może wpłynąć na podwyższenie oceny za ćwiczenie.

- Student może również stracić punkt, w przypadku wyjątkowej bierności i nieprzygotowania do zajęć, co może wpłynąć na obniżenie końcowej oceny za ćwiczenie.

c. zaliczenie sprawozdania z ćwiczenia z poprawnymi wnioskami.

- Student ma obowiązek wykonać sprawozdanie z wykonanego ćwiczenia wg wskazówek Prowadzącego. Sprawozdanie należy oddać na kolejnych zajęciach. Błędnie wykonane sprawozdanie może być jeden raz zwrócone do Studenta w celu poprawy. Poprawione sprawozdanie należy oddać na następnych zajęciach. Nie oddanie sprawozdania lub jego poprawy w terminie, niepoprawne wykonanie sprawozdania (brak uwzględnienia wskazówek Prowadzącego) skutkuje niezaliczeniem ćwiczenia i otrzymaniem oceny 2.0.

9. Zajęcia kończą się kolokwium, obejmującym całość materiału ze wszystkich ćwiczeń. Kolokwium zostanie przeprowadzone po zakończeniu wszystkich ćwiczeń, w terminie ustalonym przez Koordynatora ćwiczeń.

10. Student może zostać zwolniony z kolokwium końcowego jeśli średnia ocen cząstkowych z każdego ćwiczenia wyniesie co najmniej 3.0.

11. W przypadku nieobecności usprawiedliwionej, Student ma obowiązek napisać sprawdzian z danego ćwiczenia, w terminie ustalonym po konsultacji z Prowadzącym ćwiczenie. Ocena ze sprawdzianu jest oceną końcową z danego ćwiczenia.

12. W przypadku nieobecności nieusprawiedliwionej, Student nie ma możliwości napisania sprawdzianu z danego ćwiczenia, a ćwiczenie uważa się za niezaliczone i nie wystawiana jest za nie ocena. Ćwiczenie jest jednak brane pod uwagę przy obliczaniu średniej oceny końcowej (za ćwiczenie niezaliczone z powodu nieobecności nalicza się 0, a sumę ocen cząstkowych z pozostałych ćwiczeń dzieli się przez 7).

13. Podstawą zaliczenia przedmiotu na ocenę pozytywną jest pozytywna ocena z kolokwium końcowego lub średnia ocen cząstkowych min. 3.0

14. Po zakończonych zajęciach obowiązkiem każdego Studenta jest uporządkowanie stanowiska pracy.

15. Student może opuścić salę laboratoryjną tylko na wyraźną zgodę Prowadzącego. Opuszczając salę ćwiczeń Student powinien zdjąć fartuch laboratoryjny.

16. Wszelkie pytania dotyczące organizacji ćwiczeń, proszę kierować do Koordynatora.

Koordynator :

dr inż. Karolina Stojowska-Swędrzyńska

pokój 329A

[email protected]

I. IZOLACJA DNA PLAZMIDOWEGO Escherichia coli METODĄ LIZY

ALKALICZNEJ. ELEKTROFOREZA DNA W ŻELU AGAROZOWYM.

I. WSTĘP TEORETYCZNY

Kwasy nukleinowe (DNA i RNA) są polinukleotydami. Nukleotydy są zbudowane z zasady

azotowej, cząsteczki cukru (pentozy) oraz reszty kwasu fosforowego. Zasadami azotowymi występującymi

w DNA są puryny (adenina i guanina) oraz pirymidyny (cytozyna i tymina). W RNA zamiast tyminy

występuje uracyl. Cukrem wchodzącym w skład DNA jest deoksyryboza, a w RNA ryboza. Zasady

połączone wiązaniem N-glikozydowym z rybozą lub deoksyrybozą tworzą nukleozydy. Nukleozydy z resztą

kwasu fosforowego tworzą nukleotydy. Poszczególne nukleotydy połączone są ze sobą wiązaniami

fosfodiestrowymi.

Kwas rybonukleinowy występuje z reguły w postaci jednoniciowej, ale niektóre cząsteczki RNA

zawierają odcinki komplementarne, co umożliwia tworzenie wewnątrzcząsteczkowych rejonów

dwuniciowych. Natomiast DNA jest helisą, zbudowaną z dwóch owiniętych wokół siebie łańcuchów

biegnących antyrównolegle. Na zewnątrz helisy DNA występuje rdzeń fosforanowo-cukrowy, a wewnątrz

znajdują się zasady, między którymi tworzą się wiązania wodorowe. Adenina tworzy komplementarną parę z

tyminą (dwa wiązania wodorowe), a guanina z cytozyną (trzy wiązania wodorowe).

W komórkach eukariotycznych (jądrzastych) DNA występuje głównie w jądrze komórkowych oraz

w małych ilościach w chloroplastach i mitochondriach. DNA w jądrze jest liniowy i upakowany w postaci

chromosomów.

W komórkach prokariotycznych (bezjądrzastych) DNA występuje w cytoplazmie, ma postać kolistą

(zamkniętą), nazywany jest nukleoidem lub chromosomem bakteryjnym. DNA chromosomu bakteryjnego

przyjmuje postać negatywnie skręconej superhelisy i tworzy kompleksy z białkami podobnymi do histonów.

Komórki bateryjne mogą zawierać dodatkowe, niewielkie cząsteczki DNA, replikujące się

niezależnie od chromosomu, nazywane plazmidami. Plazmidy mogą występować w kilku (niskokopijne) lub

w wielu (wysokokopijne) kopiach w komórce. Zawierają one najczęściej kilka genów, w tym gen (geny)

warunkujące oporność na antybiotyki. W inżynierii genetycznej plazmidy są często wykorzystywane jako

wektory w klonowaniu.

Plazmidy są kolistymi cząsteczkami DNA przyjmującymi formę superheliksu. Superzwinięta,

kowalencyjnie zamknięta, kolista cząsteczka DNA nazywana jest formą CCC (ang. covalently closed

circular DNA). Jeśeli jedna z nici DNA zostanie przerwana, znikają superskręty i powstaje forma OC (ang.

open circular). Po pęknięciu obu nici DNA w tym samym miejscu powstaje cząsteczka liniowa L (ang.

linear).

Izolacja plazmidowego i chromosomalnego DNA z komórek prokariotycznych i eukariotycznych

wymaga odmiennych technik. Obecnie istnieje wiele metod pozyskiwania DNA, których celem jest

odseparowanie materiału genetycznego od innych składników komórki i jego ochrona przed degradacją

przez enzymy komórkowe. Techniki oczyszczania DNA muszą być wystarczająco łagodne, by nie

spowodować uszkodzeń mechanicznych łańcucha DNA.

Różnice w procedurach izolacji DNA plazmidowego i DNA genomowego są zależne od ich różnych

mas cząsteczkowych, pierwszo- i drugorzędowej struktury i z superzwinięcia DNA plazmidowego.

Metody izolacji DNA plazmidowego są znane od ponad 30 lat i do dziś powstało ich kilkanaście,

mimo to większość z nich składa się z podobnych etapów: namnożenie bakterii, liza komórek i oczyszczanie

DNA plazmidowego. Najlepsze są te, które charakteryzują się dużą efektywnością, pozwalającą na

uzyskanie czystego preparatu o wysokim stężeniu i pochłaniają niewiele czasu. Jednym z najbardziej

popularnych sposobów izolacji DNA plazmidowego jest metoda lizy alkalicznej znana od 1979 roku

(Birnboim i Doly). Metoda ta wykorzystuje fakt występowania DNA plazmidowego w formie superzwiniętej

(CCC). W tej metodzie można wyróżnić trzy etapy:

zawieszenie komórek w buforze obniżającym wytrzymałość ściany komórkowej i hamującym

działanie DNaz,

zniszczenie komórek, degradacja RNA, odwracalna denaturacja kwasów nukleinowych

i nieodwracalna denaturacja białek,

denaturacja plazmidowego DNA i oddzielenie go od sprecypitowanego chromosomalnego DNA

i wytrąconych białek.

Najpierw niszczy się ścianę komórkową, następnie doprowadza się do lizy komórek bakteryjnych

przez dodanie roztworu zawierającego detergent SDS (dodecylosiarczan sodu) i NaOH. SDS powoduje

zniszczenie błon komórkowych i denaturację białek, natomiast wysokie pH (ok. 12) powoduje denaturację

DNA do pojedynczych nici, przy czym forma superzwinięta DNA plazmidowego jest nadal spleciona (nici

podwójnej helisy nie oddalają się zbytnio od siebie). Obniżenie pH (neutralizacja) poprzez dodanie

stężonego roztworu octanu potasu prowadzi do precypitacji (wytrącania) genomowego DNA, ponieważ w

tych warunkach renaturacja tak długich fragmentów DNA nie jest możliwa (przypadkowa hybrydyzacja

dwóch komplementarnych nici prowadzi do powstania strątów). Ponadto w tych warunkach następuje

również precypitacja białek i tego RNA, które nie uległo hydrolizie z udziałem RNAazy obecnej w buforze

do zawieszania komórek. Superzwinięte DNA plazmidowe bardzo szybko renaturuje ze względu na bliskość

komplementarnych nici i pozostaje w roztworze. Wirowanie umożliwia oddzielenie supernatantu

zawierającego plazmidy od wytrąconego kompleksu. W celu pozbycia się reszty białek stosuje się ekstrakcję

mieszaniną fenol:chloroform:alkohol izoamylowy lub samym chloroformem. DNA zagęszcza się przez

wytrącenie 96% etanolem. Osad przepłukuje się 70% etanolem, żeby pozbyć się soli. Po odwirowaniu osad

DNA rozpuszcza się w buforze TE, zawierającym EDTA, który chelatuje jony Mg2+

niezbędne do

aktywności nukleaz degradujących DNA.

Elektroforeza jest techniką wykorzystującą przemieszczanie się cząstek obdarzonych ładunkiem w

polu elektrycznym. Technika ta, wykorzystywana przez biochemików i biologów molekularnych od ponad

50 lat, jest szczególnie przydatna do rozdziału, charakterystyki, analizy i oczyszczania kwasów

nukleinowych. Fragmenty DNA rozdzielone w żelu agarozowym można wykorzystać do innych technik

biologii molekularnej np. do ligacji.

Żele agarozowe stosuje się najczęściej w zakresie stężeń od 0,3% do 2%. Procentowość żelu dobiera

się do wielkości rozdzielanych cząsteczek DNA. Fragmenty DNA o długości mniejszej niż 500 pz zazwyczaj

rozdziela się na żelach poliakrylamidowych. Najczęściej stosowanymi buforami w elektroforezie

agarozowej są bufory TAE (Tris-acetate-EDTA), TBE (Tris-borate-EDTA), TPE (Tris-phosphate-EDTA).

Do nanoszenia próbek na żel służą odpowiednie bufory (tzw. bufory obciążające), zwiększające

gęstość próbek, dzięki czemu nie dyfunduje ona do buforu, w którym prowadzi się elektroforezę, lecz opada

na dno studzienki. Dodatkowo bufor do nanoszenia nadaje próbkom zabarwienie, umożliwiając obserwację

ich migracji podczas rozdziału w żelu. Najczęstszym składnikiem buforów do nanoszenia jest błękit

bromofenolowy, nadający niebieskie zabarwienie, a czynnikiem zwiększającym gęstość sacharoza lub

glicerol.

DNA w żelu agarozowym migruje w kierunku elektrody dodatniej ze względu na ujemnie

naładowanie reszt fosforanowych. Szybkość migracji DNA zależy m.in. od: stężenia żelu, składu i siły

jonowej buforu elektrodowego, natężenia pola elektrycznego oraz wielkości i konformacji kwasu

nukleinowego. Mniejsze liniowe cząsteczki DNA migrują szybciej niż większe. Jednak nawet jeśli

cząsteczki mają tę samą masę, mogą poruszać się z różną szybkością ze względu na różnice w konformacji.

W żelach agarozowych ruchliwość elektroforetyczna kwasów nukleinowych nie zmienia się w istotny

sposób w zależności od składu zasad i temperatury rozdziału.

Formy plazmidowego DNA (CCC, OC, L) mają odmienną konformację przestrzenną, zatem mimo

tej samej masy migrują z różną szybkością. W buforze TAE najszybciej migruje forma CCC, potem forma

liniowa i OC.

Położenie fragmentów DNA po rozdziale w żelu agarozowym można określić po wybarwieniu DNA

bromkiem etydyny. Jest to barwnik fluorescencyjny, który interkaluje między zasady i świeci w świetle UV.

W celu wybarwienia DNA bromek etydyny można dodawać bezpośrednio do roztworu agarozy przed

zastygnięciem lub barwić żel dopiero po zakończonym rozdziale.

II. ZAGADNIENIA DO PRZYGOTOWANIA:

1. Budowa kwasów nukleinowych DNA i RNA (model budowy DNA Watsona-Cricka, pojęcia nukleotyd,

nukleozyd, obowiązuje znajomość wzorów chemicznych; różnice w budowie DNA i RNA).·

2. DNA jako nośnik informacji genetycznej (definicja genu, powstawanie mutacji)

3. Metody przekazywania plazmidowego DNA u bakterii (transformacja, transdukcja, koniugacja).

4. Organizacja DNA w komórkach prokariotycznych i eukariotycznych.

5. Ogólny przebieg replikacji DNA w komórkach prokariotycznych i eukariotycznych (etapy, enzymy

uczestniczące w replikacji).

6. Rodzaje i funkcje RNA.

7. Plazmidy (pojecie, funkcje, cechy).

8. Elektroforeza agarozowa DNA (cel, zasada rozdziału).

III. APARATURA I SZKŁO LABORATORYJNE

1. Mikrowirówka (jedna na grupę)

2. Probówki typu Eppendorf

3. Łaźnia lodowa / lód

4. Pipety automatyczne (2-20 µl, 20-200 µl, 200-1000 µl)

5. Końcówki do pipet automatycznych (żółte: do 2-20 µl, 20-200 µl i niebieskie: do 200-1000 µl)

6. Aparat do elektroforezy agarozowej (jeden na grupę)

7. Zasilacz prądu stałego

8. Transiluminator

IV. ODCZYNNIKI

1. Sol I:

50 mM glukoza

25 mM Tris-HCl (pH 8.0)

10 mM EDTA (pH 8.0)

2. Sol II:

0.2N NaOH

1% SDS

UWAGA! Roztwór przygotowuje sie bezpośrednio przed użyciem.

3. Sol III:

3MK+

5M CH3COO-

4. Chloroform

5. 96 % i 70 % roztwory etanolu

6. Bufor TE o składzie:

10 mM Tris-HCl (pH 8.0)

1 mM EDTA

7. Agaroza

8. TAE o składzie:

40 mM Tris-octan pH 8.0

1 mM EDTA

9. Bufor obciążający do elektroforezy DNA o składzie:

0.25% błękit bromofenolowy

40% sacharoza

10. Wodny roztwór bromku etydyny (5 mg/ml)

11. Roztwór plazmidu wzorcowego

V. WYKONANIE ĆWICZENIA

A. IZOLACJA PLAZMIDOWEGO DNA

1. Osad z 3 ml hodowli bakteryjnej E. coli zawierających plazmid zawiesić w 0. l ml buforu Sol I.

2. Inkubować w lodzie przez 5 min.

3. Dodać 0.2 ml schłodzonego w lodzie roztworu Sol II.

4. Delikatnie wymieszać przez 3-4-krotne odwrócenie probówki.


6. Dodać 0.15 ml schłodzonego w lodzie roztworu Sol III.

7. Delikatnie wymieszać jak w p.5.


9. Odwirować przez 10 min w mikrowirówce przy max. obrotach/min.

10. Przenieść supernatant do nowej probówki typu Eppendorf, osad wyrzucić.

11. Dodać równą objętość chloroformu. - .

12. Ekstrahować 2-3 min odwracając probówkę,

13. Próby odwirować przez 5 min w mikrowirówce przy max. obrotach/min.

14. Zebrać górną fazę i przenieść do nowej probówki. Uważać, aby nie pobrać

zdenaturowanych białek z interfazy.

15. Dodać 2-krotną. objętość 96 % r-ru etanolu. . ..

16. Dokładnie wymieszać przez 3-4-krotne odwrócenie probówki.

17. Inkubować przez 10 min w -70°C.

18. Próbę odwirować w mikrowirówce przez 15 min. przy max. obrotach/min.

19. Supernatant odrzucić.

20. Osad zawierający DNA przemyć 1 ml 70 % r-ru etanolu.

21. Odwirować 10 min.

22. Ostrożnie usunąć supernatant.

23. Osad wysuszyć i rozpuścić w 20 µl buforu TE.

B. ELEKTROFOREZA AGAROZOWA DNA

1. Przygotować aparat do elektroforezy.

2. Przygotować 1 % agarozę w buforze TAE (rozpuścić przez ogrzanie do wrzenia).

3. Do roztworu agarozy dodać bromek etydyny do stężenia 0,5 µg/ml.

4. Roztwór agarozy o temp. 45-50°C wlać do aparatu.

5. Pozostawić do zastygnięcia.

6. Do preparatu DNA dodać 4 µl buforu obciążającego.

7. 15 µl próbki nanieść do studzienki w żelu.

8. Przeprowadzić rozdział elektroforetyczny DNA przy napięciu 70-80V przez 30-40 min.

9. Oglądać żel w świetle UV.

Uwaga! Bromek etydyny jest bardzo silnym środkiem mutagennym, wszystkie czynności

powinny być wykonywane w rękawiczkach.

VI. WYNIKI I WNIOSKI

1. Opisać etapy oczyszczania plazmidowego DNA (rola poszczególnych roztworów i ich

składników)

2. Zinterpretować obraz rozdziału elektroforetycznego DNA plazmidowego. Opisać poszczególne ścieżki,

wskazać różne formy plazmidowego DNA (o ile widoczne).

(

II. ELEKTROFOREZA BIAŁEK I REAKCJE CHARAKTERYSTYCZNE

AMINOKWASÓW

I. WSTĘP

Białka zbudowane są z 20 aminokwasów o ogólnym wzorze:

Centralnie położony atom węgla α (Cα) jest połączony z grupą aminową, grupą karboksylową,

atomem wodoru i łańcuchem bocznym (grupa R). Wyjątkiem jest prolina, która zawiera drugorzędową

grupę aminową. Łańcuch boczny może zawierać dodatkowe grupy aminowe, karboksylowe,

karboksymidowe, tiolowe, tioeterowe, hydroksylowe lub pierścienie aromatyczne.

Własności chemiczne wspólne wszystkim aminokwasom są uwarunkowane obecnością grupy

karboksylowej i aminowej. Natomiast różnice w budowie łańcucha bocznego decydują o specyficznych

własnościach fizykochemicznych i reaktywności aminokwasów. Dzięki temu niektóre aminokwasy dają

charakterystyczne reakcje barwne, umożliwiające ich wykrywanie nawet w mieszaninie z innymi

aminokwasami.

Poszczególne aminokwasy w białku są połączone wiązaniami peptydowymi, które powstają

miedzy grupą α-karboksylową jednego aminokwasu i grupą α-aminową następnego aminokwasu.

Wiązanie peptydowe prawie zawsze występuje w konfiguracji trans.

Liniowa sekwencja aminokwasów jest nazywana pierwszorzędową strukturą białka. Struktura

drugorzędowa odnosi sie do regularnego pofałdowania rejonów łańcucha polipeptydowego.

Najczęściej występującymi typami struktury drugorzędowej są helisa α i harmonijka β, istnieją

również struktury typu wstęga-zwrot-wstęga oraz pętle. Struktura trzeciorzędowa oznacza przestrzenne

ułożenie wszystkich aminokwasów w łańcuchu polipeptydowym. Odpowiada ona natywnej, biologicznie

aktywnej konformacji białka. Struktura czwartorzędowa dotyczy białek zbudowanych z co najmniej

dwóch łańcuchów polipeptydowych i oznacza przestrzenne ułożenie podjednostek polipeptydowych oraz

określa oddziaływania miedzy nimi.

Białka oprócz reakcji charakterystycznych dla łańcuchów bocznych wchodzących w ich skład

aminokwasów, mogą dawać specyficzne reakcje dzięki obecności wiązań peptydowych.

(

Reakcje charakterystyczne aminokwasów i białek

1. Reakcja na obecność cysteiny i cystyny - w środowisku silnie zasadowym z grupy tiolowej cysteiny

lub ugrupowania disiarczkowego cystyny odszczepia się siarkowodór, który następnie reaguje z

octanem ołowiawym i jest wytrącany w postaci czarnego, nierozpuszczalnego siarczku ołowiu.

2. Reakcja ksantoproteinowa - aminokwasy zawierające pierścień aromatyczny (fenyloalanina,

tryptofan i tyrozyna) zarówno wolne, jak i związane w białku, ulęgają nitrowaniu podczas

ogrzewania ze stężonym kwasem azotowym. Żółte pochodne nitrowe w środowisku zasadowym

tworzą sole o intensywnym zabarwieniu pomarańczowym.

3. Reakcja Hopkinsa i Cole'a - reakcja na obecność układu indolowego (w tryptofanie). W środowisku

kwaśnym tryptofan reaguje z aldehydami (np. kwasem glioksalowym) dając barwny produkt

kondesacji. W kwaśnych hydrolizatach peptydów i białek wynik reakcji jest ujemny ponieważ

podczas kwaśnej hydrolizy tryptofan ulega zniszczeniu.

4. Reakcja na obecność histydyny - pierścień imidazolowy histydyny w środowisku zasadowym ulega

sprzęganiu z jonem p-sulfobenzodiazoniowym. Produktem reakcji jest pomarańczowy barwnik

azowy.

5. Reakcja ninhydrynowa - służy do wykrywania wolnych aminokwasów (peptydy i białka dają bardzo

słaby odczyn). W pH>4 aminokwasy pod wpływem ninhydryny ulegają najpierw utlenieniu a

następnie dekarboksylacji i deaminacji. W obecności powstałego amoniaku zredukowana cząsteczka

ninhydryny ulega kondesacji z utlenioną cząsteczką ninhydryny i powstaje charakterystyczny

fioletowoniebieski produkt. Natężenie zabarwienia jest proporcjonalne do stężenia aminokwasu. W

przypadku aminokwasów - proliny i hydroksyproliny, które nie zawierają grupy α aminowej

produkt reakcji kondensacji ma barwę żółtą.

6. Reakcja biuretowa - pozwala na odróżnienie białek od aminokwasów. W środowisku zasadowym

następuje tautomeryzacja grup przy wiązaniu peptydowym ( -CO-NH- -C(OH)=N- ).

Z sąsiadującymi ze sobą ugrupowaniami tego typu jony miedziowe tworzą kompleksy o barwie

fioletowej. Wolne aminokwasy tworzą również kompleksy z jonami miedziowymi ale produkty

takiej reakcji mają barwę niebieską.

Dzięki obecności grup dysocjujących, aminokwasy i białka posiadają ładunek elektryczny, co

jest podstawą ich rozdziału w procesie elektroforezy. Elektroforeza polega na ruchu naładowanych

cząsteczek umieszczonych w polu elektrycznym, w środowisku przewodzącym, w kierunku

odpowiednich elektrod. Szybkość migracji białka w polu elektrycznym zależy od natężenia pola

elektrycznego, wypadkowego ładunku cząsteczki i współczynnika tarcia.

Elektroforezę białek można przeprowadzić w żelach poliakrylamidowych (PAGE), które działają

jak sito molekularne. Cząsteczki o wymiarach małych w stosunku do wielkości porów żelu migrują

łatwo, natomiast bardzo duże cząsteczki pozostają prawie nieruchome. Elektroforeza w żelu

poliakrylamidowym zawierającym SDS (SDS-PAGE) umożliwia rozdział białek na podstawie różnic w

ich masach cząsteczkowych. Białka przed naniesieniem na żel denaturuje się, dzięki dodaniu SDS i

czynnika redukującego. SDS (siarczan dodecylu) jest anionowym detergentem, który zrywa prawie

(

wszystkie wiązania niekowalencyjne w białku oraz wiąże się z białkami nadając im wypadkowy ładunek

ujemny, proporcjonalny do masy cząsteczkowej. Wiązania dwusiarczkowe są zrywane dzięki działaniu

czynnika redukującego (β-merkaptoetanol lub ditiotretiol). Ruchliwość elektroforetyczna jest liniowo

odwrotnie proporcjonalna do logarytmu masy. Białka o mniejszej masie cząsteczkowej migrują szybciej.

Najczęściej stosowaną metodą detekcji białek po rozdziale w żelu poliakrylamidowym jest

barwienie kwaśnym alkoholowym roztworem Coomassie Brilliant Blue. Zastosowanie kwaśnego

alkoholowego roztworu powoduje utrwalenie białek w żelu, co zapobiega ich wymywaniu. W wiązaniu

barwnika z białkami uczestniczą wiązania van der Waalsa i wiązania jonowe. Tą metodą można wykryć

0,1-1 µg białka. Znacznie czulszą metodą jest barwienie przy użyciu AgNO3.

SDS-PAGE jest szeroko stosowaną techniką rozdziału białek. Można ją stosować m. in. do

badania jednorodności preparatu lub wyznaczania masy cząsteczkowej białek.

II. ZAGADNIENIA DO PRZYGOTOWANIA

1. Aminokwasy: budowa chemiczna- wzory, podział uwzględniający rożną polarność grup R,

tworzenie wiązania peptydowego, jony obojnacze, punkt izoelektryczny, aktywność optyczna.

2. Białka: skład i wielkość, struktura I, II, III i IV-rzędowa, klasyfikacja białek na podstawie funkcji.

3. Reakcje charakterystyczne aminokwasów i białek.

4. Elektroforeza: istota procesu i typy.

5. Znajomość części doświadczalnej (+ przeliczanie stężeń).


1. Mały aparat do elektroforezy poliakrylamidowej białek z kompletem szklanych płytek, przekładek i

grzebieniem

2. Zasilacz prądu stałego

3. Pudełko plastikowe do barwienia żelu

4. Mikropipety nastawne 20-200 µl, 2-20 µl, 20-200 µl 200-1000 µl (1 komplet / grupa / stanowisko do

przygotowania żelu).

5. Mikropipety nastawne 2-20 µl, 20-200 µl ( komplet / zestaw).

6. Rękawiczki gumowe

7. Pipety szklane (5 ml 2 szt./zestaw) + tubus pipet 5 ml przy stanowisku do wylewania żeli

8. Probówki (20 ml- 20 szt.)

9. Lignina

10. Wrząca łaźnia wodna

11. Łapy

12. Nakładki na pipety do 5 ml (1 szt./zestaw)

13. Klamry metalowe (6 szt.)

14. Pipety pasterowskie

15. Zlewki (3 szt. przy stanowisku do wylewania żeli)

(

IV. ODCZYNNIKI

1. 30 % roztwór akrylamidów (29.2 % akrylamid i 0.8 % bis-akrylamid)

2. 1.5 M Tris (pH 8.8)

3. 1 M Tris (pH 6.8)

4. 10 % SDS

5. 10 % nadsiarczan amonu

6. TEMED

7. Roztwór Coomassie Brilliant Blue R-250:

0.25 g Coomassie rozpuścić w 125 ml metanolu, dodać 100 ml H2O i 25 ml kwasu octowego

8. Roztwór odbarwiacza:

metanol: kwas octowy: H2O (stosunek obj. 2:1 :7)

9. Bufor elektrodowy (10 x):

Tris- 15.125 g, glicyna- 72 g, SDS- 5 g/ 0.5 L H2O

10. Bufor do lizy białek (2x) (przechowywać w-20°C):

1 M Tris-HCl (pH 6.8) - 1.5 ml

10 % SDS - 4.8 ml

87 % glycerol - 2. 76 ml

β-merkaptoetanol - 1.2 ml

H2O - 13.74 ml

+ blekit bromofenolowy

11. 0.1 % acetonowy r-r ninhydryny

12. 1 %-owe roztwory wodne aminokwasów: glicyny, cystyny, cysteiny, fenyloalaniny, tyrozyny, tryptofanu i

histydyny

13. Plazma krwi bydlęcej (10 x rozc.)

14. 1 % wodny roztwór żelatyny

15. 6N roztwór wodorotlenku sodu

16. Kwas azotowy (stężony)

17. Kwas siarkowy (stężony)

18. 0.5% roztwór siarczanu miedzi

19. 2% roztwór octanu ołowiawego

20. Roztwór kwasu glioksalowego w 2.5% kwasie octowym

21. 5% roztwór azotynu sodu

22. 1 % roztwór kwasu sulfanilowego w 1 N HCl

23. 10% roztwór węglanu sodu


A. ELEKTROFOREZA BIAŁEK

a. PRZYGOTOWANIE ŻELU POLIAKRYLAMIDOWEGO

Zmieszać przygotowane roztwory wg poniższej tabelki. Katalizatory polimeryzacji, nadsiarczan

amonu i TEMED dodać tuż przed wlaniem mieszaniny między płytki szklane.

(

Żel rozdzielający (dolny)

Końcowe stężenie żelu 12 % 10 ml

30% r-r akrylamidów 4,0 ml

l .5 M Tris (pH 8.8) 2.5 ml

10% SDS 0,1 ml

10% nadsiarczan amonu 0,1 ml

TEMED 0,004 ml

H2O 3,3 ml

Roztworu powinno być tyle, aby pozostało miejsce na grzebień i żel górny (ok. 1 cm wysokości).

Na żel nawarstwić ostrożnie 0,2-0,5 ml wody (aby uniemożliwić dostęp tlenu- inhibitora polimeryzacji) i

pozostawić do polimeryzacji na ok. 10-15 min. W tym czasie przygotować żel zagęszczający (górny) wg

tabeli poniżej. Nadsiarczan i TEMED dodać tuż przed wlaniem żelu między płyty.

Żel zagęszczający (górny)

Końcowe stężenie żelu 5 % 5 ml

30% r-r akrylamidów 0,83 ml

1M Tris (pH 6.8) 0,63 ml

10% SDS 0,05 ml

10% nadsiarczan amonu 0,05 ml

TEMED 0,005 ml

H2O 3,4 ml

Po spolimeryzowaniu żelu dolnego należy usunąć wodę i wlać roztwór żelu górnego.

Natychmiast włożyć grzebień tak, aby nie pozostawić pęcherzy powietrza w żelu. Po spolimeryzowaniu

żelu wyjąć grzebień i umieścić płyty w aparacie do elektroforezy. Górny i dolny zbiornik aparatu

wypełnić buforem elektrodowym (l X). Aparat podłączyć do zasilacza (górny zbiornik do katody [-],

dolny do anody [+]). Po przepłukaniu studzienek buforem elektrodowym nanieść próby (objętość ustalić

z prowadzącym ćwiczenie), które należy przygotować wcześniej.

b. PRZYGOTOWANIE PRÓB DO ELEKTROFOREZY I ROZDZIAŁ

ELEKTROFORETYCZNY

Do próby (osad lub ekstrakt bakteryjny) dodać równą objętość buforu do lizy (2x), probówkę

umieścić we wrzącej łaźni wodnej na 5 min. Próby odwirować (5.000 obr./min, 30 sec) i nanieść do

studzienek w żelu. Włączyć zasilacz i prowadzić rozdział elektroforetyczny przy 100 V do momentu,

gdy czoło barwnika znajdzie sie na granicy żelu górnego i dolnego. Następnie zwiększyć napięcie do

150-l80V. Elektroforezę zakończyć, gdy barwnik będzie znajdował sie przy końcu żelu.

(

c. BARWIENIE ŻELU ROZTWOREM COOMASSIE BRILLIANT BLUE R-250

Żel inkubować z wytrząsaniem w roztworze Coomassie przez ok. 30 min. Żel odbarwiać w

roztworze metanol : kwas octowy : H2O (w stosunku obj. 2: 1 :7) do uzyskania wyraźnych prążków. W

odbarwiaczu można umieścić kawałek gąbki, która będzie pochłaniała barwnik.

B. REAKCJE CHARAKTERYSTYCZNE

a. REAKCJE NA OBECNOŚĆ CYSTEINY I CYSTYNY

Do pięciu ponumerowanych probówek odmierzyć kolejno po 100 µl roztworów: glicyny,

cystyny, cysteiny, żelatyny oraz plazmy krwi, a następnie do wszystkich probówek dodać po 4 krople 6N

NaOH i po kropli octanu ołowiawego. Ogrzewać przez kilka minut we wrzącej łaźni wodnej.

b. REAKCJA NA OBECNOŚĆ UKŁADÓW AROMATYCZNYCH (KSANTOPROTEINOWA)

Do ponumerowanych probówek odmierzyć po 2 krople stężonego kwasu azotowego, a następnie

dodać po 100 µl roztworów glicyny (1), fenyloalaniny (2), tyrozyny (3), tryptofanu (4), histydyny (5),

żelatyny (6) oraz plazmy krwi (7). Probówki ogrzewać nad palnikiem do chwili wydzielania sie

brązowych par tlenku azotu (OSTROŻNIE, otwór probówki skierować pod wyciąg !!!). Po ostygnięciu

do każdej probówki dodać powoli kroplami, mieszając, po około 1.5 ml 6N roztworu NaOH

(OSTROŻNIE).

c. REAKCJA NA OBECNOŚĆ TRYPTOFANU (HOPKINSA I COLE'A)

Do ponumerowanych probówek odmierzyć po 200 µl roztworów: glicyny (1), tryptofanu (2),

żelatyny (3) oraz plazmy krwi (4). Do wszystkich probówek dodać po 2 krople roztworu kwasu

glioksalowego, a następnie do każdej probówki dodawać ostrożnie stężony kwas siarkowy po ściance

próbówki, nie mieszając. Objętość dodanego kwasu powinna być zbliżona do objętości roztworu

wodnego w probówce. Należy zwrócić uwagę na zabarwienie, na granicy obu warstw.

d. REAKCJA NA OBECNOŚĆ HISTYDYNY

Do ponumerowanych probówek odmierzyć po 100 µl roztworów: glicyny (1), histydyny (2),

żelatyny (3) oraz plazmy krwi (4). Do wszystkich probówek dodać po 100 µl świeżo przyrządzonej

mieszaniny równych objętości roztworu azotynu sodu i roztworu kwasu sulfanilowego, a następnie po

200 µl roztworu węglanu sodu.

e. REAKCJA NINHYDRYNOWA

Do ponumerowanych probówek odmierzyć po 100 µl roztworów: glicyny (1), żelatyny (2),

plazmy krwi (3) oraz wody destylowanej (4). Następnie do wszystkich probówek dodać po 100 µl

roztworu ninhydryny i wstawić je na kilka minut do łaźni wodnej o temperaturze 100°C.

(

f. REAKCJA BIURETOWA

Do ponumerowanych probówek odmierzyć po 100 µl: wody destylowanej (1), roztworu glicyny

(2), roztworu histydyny (3), żelatyny (4) oraz plazmy krwi (5). Następnie do wszystkich probówek dodać

4 krople 6N NaOH i po jednej kropli roztworu CuSO4.

VI. WNIOSKI / SPRAWOZDANIE:

a. Zinterpretować wynik rozdziału białek w żelu poliakrylamidowym. Wyjaśnić dlaczego białka uległy

rozdzieleniu.

b. Opisać wyniki reakcji charakterystycznych w tabeli.

nr testu

Glicyna Cysteina

(CysSH) Cystyna Histydyna

Fenyloala-

nina Tyrozyna Tryptofan Żelatyna

Plazma

krwi H2O UWAGI

III. CHROMATOGRAFIA KOLUMNOWA NA ŻELU

SEPHADEX G-75

I. WSTĘP

Chromatografia na żelu Sephadex, określana też jako sączenie molekularne, jest techniką

umożliwiającą analityczny bądź preparatywny rozdział substancji różniących się masą cząsteczkową.

Sephadex jest handlową nazwą preparatu uzyskiwanego przez wytworzenie wiązań poprzecznych

pomiędzy łańcuchami dekstranu. Preparaty żelu, mające postać granulek o średnicy 10-300 µm w zależności

od stopnia usieciowania, różnią się zdolnością wchłaniania wody, co służy za kryterium ich podziału i

decyduje o rozdzielczych właściwościach żelu.

Mechanizm sączenia na żelu przedstawia się schematycznie w sposób następujący. Cząsteczki takie

jak np. blue dextran, które są większe niż pory napęczniałych ziaren żelu nie mogą penetrować do ich

wnętrza, a wiec przechodzą wyłącznie poprzez fazę wodną złoża i są eluowane jako pierwsze. Mniejsze

cząsteczki wnikające w różnym stopniu do wnętrza ziaren, w zależności od swego kształtu i rozmiaru, są

eluowane w kolejności zmniejszania się ich masy cząsteczkowej (w doświadczeniu będzie to najpierw

cytochrom c - 13 kDa, a następnie dwuchromian potasu - 0,3 kDa).

Charakteryzując kolumnę chromatograficzną oraz zachowanie się rozdzielonych substancji, stosuje

się następujące pojęcia:

objętość swobodna (zerowa) /V0/ - objętość rozpuszczalnika znajdującego się pomiędzy

ziarnami żelu

objętość wewnętrzna /Vi/ - objętość rozpuszczalnika wypełniającego ziarna żelu

objętość matrycy żelu /Vg/

objętość całkowita złoża /Vt/

Vt= V0+Vi+Vg

oraz

objętość elucyjna /Ve/, charakterystyczna dla danej substancji.

Rozpatrując sączenie molekularne na żelu jako szczególny przypadek chromatografii podziałowej,

stosujemy zależność pomiędzy objętością elucyjną substancji /Ve/, a charakterystycznym dla danej

substancji współczynnikiem podziału między fazę stacjonarną i ruchomą:

Ve = V0 + Kd Vi

gdzie: Kd - współczynnik podziału

V0 - faza ruchoma

Vi - faza stacjonarna

W chromatografii na żelu stosuje się dwa różne współczynniki podziału, w zależności od

zdefiniowania fazy stacjonarnej.

Jeżeli jako fazę stacjonarną traktuje się rozpuszczalnik związany z żelem /Vi/ uzyskujemy zależność:

KD = Ve – V0/Vi

Ponieważ w praktyce trudno jest ustalić Vi, jako fazę stacjonarną przyjmujemy całą fazę żelową /tzn.

Vi+Vg/ i otrzymamy zależność:

KAV= Ve – V0/ (Vt -V0)

Wartość KAV (współczynnik dostępności) jest łatwiejsza do wyznaczenia, stąd też częściej jest

stosowana w praktyce.

W pracy laboratoryjnej sączenie molekularne wykorzystuje się do:

1) rozdziału substancji różniących się masą cząsteczkową,

2) odsalania substancji wielkocząsteczkowych

3) wyznaczania ciężaru cząsteczkowego związków.


1. Technika chromatografii kolumnowej (formowanie i równoważenie kolumny, nanoszenie próby,

rozwijanie chromatogramu, regulacja przepływu rozpuszczalników).

2. Sączenie molekularne: charakterystyka żeli typu Sephadex, inne rodzaje żeli filtracyjnych m.in.

Sepharose, Sephacryl; mechanizm sączenia molekularnego, pojęcia charakteryzujące stosowaną w

doświadczeniu kolumnę chromatograficzną oraz zachowanie się rozdzielanych związków (Vt, V0, Vi, Vg,

Ve, K), zastosowanie metody sączenia molekularnego.

3. Inne rodzaje metod chromatograficznych (chromatografia jonowymienna, powinowactwa, oddziaływań

hydrofobowych i fazy odwróconej). Mechanizm oraz wady i zalety i wykorzystywania danej metody.

4. Budowa związków rozdzielanych na żelu Sephadex G-75 (blue dextran, cytochrom c, dwuchromian

potasu).



1. Kolumna chromatograficzna firmy Sigma-Aldrich (1 cm x 20 cm)

2. Probówki szklane ze skalą - 20 szt.

3. Mikropipeta nastawna 20-200 µl (2 szt./grupa) i 1000 µl (1 szt. /grupa) + pudełko z żółtymi i niebieskimi tipsami

4. Pipety pasteurowskie

5. Zlewki (250 ml)

6. Kolba Erlenmayera (500 ml)

7. Markery

8. Bagietka szklana

9. Spektrofotometry

10. Papier milimetrowy

11. Strzykawki (6 szt./ grupa)

12. Cylindry (50 ml) (6 szt./ grupa)

IV. ODCZYNNIKI

1. Sephadex G-75 w 90 ml roztworu NaCl (moczony przez 24 godz. i następnie odpowietrzony)

2. 0.85% r-r NaCl (500 ml)

3. Próbka do rozdzielenia: 1.5 ml 0.85% r-r NaCl zawierającego: 5 mg Blue dextranu, 10 mg cytochromu C, 9 mg

dwuchromianu potasu, 2% sacharozy (dla całej grupy);

UWAGA! do frakcjonowania próby pobiera się tylko 0.2 ml!

[Masy cząsteczkowe: Blue dextran - 2000000; Cyt.c - 13000; dwuchromian potasu - 300]


A. FORMOWANIE KOLUMNY Z ŻELU SEPHADEX

Kolumnę szklaną, owiniętą kilkoma kawałeczkami ligniny, ustawić pionowo w ,,łapie" metalowego

statywu, zamknąć jej wylot zaciskaczem i wlać do niej ok. 2 ml NaCl. Następnie ostrożnie wlać (po

bagietce) do kolumny zamieszaną uprzednio zawiesinę żelu Sephadex.

Uwaga! Przed zamieszaniem, zawiesina w zlewce powinna być przygotowana tak, aby 2/3 jej objętości

stanowił osiadły żel, a 1/3 r-r NaCl.

Ostrożnie otworzyć zacisk kolumny. Roztwór soli powinien wypływać z szybkością

1 kropla/sek. Wysokość uformowanego żelu powinna wynosić 14-16 cm. Po uformowaniu warstwy o

żądanej wysokości należy zamknąć wylot kolumny, pozostawiając nad powierzchnią żelu minimum 1 cm

roztworu.

Uwaga! Kolumna uformowana z żelu Sephadex musi zawsze być przykryta warstwą roztworu, aby nie

dopuścić do wyschnięcia górnej powierzchni złoża i jego zapowietrzenia.

B. RÓWNOWAŻENIE KOLUMNY

Do cylindra miarowego przenieść ok. 15-20 ml r-r NaCl. Wykorzystując strzykawkę wzbudzić

przepływ i równoważyć kolumnę z uformowanym żelem Sephadex G-75.

C. FRAKCJONOWANIE NA ŻELU SEPHADEX

Po przemyciu żelu zaznaczyć markerem górną granicę złoża, przerwać dopływ cieczy do kolumny,

po czym zamknąć wylot kolumny, pozostawiając nad powierzchnią żelu warstwę

minimum 1 cm r-ru. Przy pomocy mikropipety nanieść na żel 0,2 ml r-ru badanej próbki podwarstwiając ją

ostrożnie pod r-r NaCl (nie wolno naruszyć powierzchni żelu!). Podstawić pod kranik kolumny

I-szą probówkę ze skalą i ostrożnie podłączyć zbiornik z r-rem NaCl do kolumny. Otworzyć kranik i zbierać

eluat. Pierwsze 4 ml wycieku zbierać do jednej probówki ze skalą (l-sza probówka), następnie zbierać

frakcje o obj. 1 ml również do probówek ze skalą aż do momentu całkowitego zaniku żółtego zabarwienia

eluatu. Przerwać elucję, wypakować żel z kolumny z powrotem do zlewki! Zmierzyć objętość, jaką

zajmował żel, napełniając kolumnę wodą i mierząc cylindrem objętość wody, mieszczącej sie w części

kolumny zaznaczonej uprzednio kreską. Wartość tę (Vt) zanotować.

VI. WYNIKI I OBLICZENIA

Zmierzyć absorpcje frakcji zawierających blue dextran przy długości fali 620 nm a frakcji,

zawierających cytochrom c i dwuchromianu potasu przy 450 nm. Zanotować wyniki:

Nr fakcji/Ve (ml)

Absorpcja

620 nm

(blue dextran)

450 nm

(cytochrom c.

dwuchromian potasu)

1 / 4m

2

3

4

5

6

7

8

9

10

11

12

13

14

15

Sporządzić na papierze milimetrowym diagram elucji w/g wzoru.

Obliczyć dla cytochromu c i dwuchromianu wartość KAV w/g wzoru:

KAV = (Ve – V0)/ (Vt – V0)

gdzie: Ve- objętość elucyjna badanej substancji

V0- objętość elucyjna Blue Dextranu V0 =

Vt- objętość całkowita złoża Vt =

Uzupełnij tabelkę:

Substancja Ve (ml) Ve – V0 (ml) (Ve – V0)/ (Vt – V0)

Cytochrom c

Dwuchromian potasu

II. WNIOSKI

Sporządzić wnioski z ćwiczenia.

IV. OZNACZANIE ZAWARTOŚCI KWAŚNEJ FOSFATAZY W

HOMOGENACIE Z KIEŁKÓW PSZENICY

I. WSTĘP

Fosfatazy /fosfomonoesterazy/ są enzymami katalizującymi hydrolityczny rozpad estrów kwasu

fosforowego do odpowiedniego alkoholu i kwasu fosforowego. Enzymy te powszechnie występują zarówno

w tkankach roślinnych jak i zwierzęcych. Wyróżniamy dwie klasy fosfataz: kwaśne, które wykazują

maksymalną aktywność przy pH 4-6 oraz zasadowe z maksymalną aktywnością przy pH 8-9.

Kiełki pszenicy są łatwo dostępnym źródłem szeregu enzymów w tym również fosfatazy kwaśnej o

małej specyficzności w stosunku do substratu. Rola fosfatazy kwaśnej w roślinie polega na uwalnianiu

rezerw fosforanu znajdujących się w kiełkujących ziarnach w postaci m. in. sześciofosforanu inozytolu.

Fosfataza kwaśna jest łatwo uwalniana w trakcie mieszania homogenizowanych kiełków w wodzie. Do

oznaczania aktywności enzymu zostanie użyty syntetyczny substrat: nitrofenylofosforan sodu. Reakcja

będzie przeprowadzana w warunkach optymalnych dla fosfatazy - w buforze cytrynianowym o pH 5,3.

Produktem reakcji katalizowanej przez fosfatazę jest nitrofenol, bezbarwny w pH kwaśnym. Dodanie NaOH

zatrzymuje reakcję i umożliwia przekształcenie nitrofenolu w barwny anion nitrofenolanowy.

Ilość produktu reakcji można określić na podstawie pomiaru spektrofotometrycznego. Oznaczanie

aktywności fosfatazy prowadzi się przy stałym stężeniu substratu. Ilość enzymu należy dobrać tak, aby

stężenie substratu nie ograniczało szybkości katalizowanej reakcji. Zawartość enzymu określa się w

jednostkach aktywności, przyjmując za jednostkę taką ilość enzymu, która hydrolizuje 1 µmol

nitrofenylofosforanu w ciągu minuty.


1. Enzymy jako katalizatory reakcji biochemicznych (wpływ enzymów na równowagę reakcji i energie

aktywacji; miejsce aktywne enzymu, kompleksy enzym - substrat, specyficzność substratowa,

klasyfikacja enzymów).

2. Czynniki wpływające na aktywność enzymatyczną (temperatura, pH, kofaktory, stężenie substratu).

3. Pojęcia: kofaktor, koenzym, grupa prostetyczna, holoenzym, apoenzym, izoenzymy, enzymy

allosteryczne, jednostka enzymu (U), aktywność właściwa, aktywność molekularna (liczba obrotów).

4. Kinetyka reakcji enzymatycznej - równanie Michaelisa Menten.

III. APARATURA I SPRZĘT LABORATORYJNY

1. Probówki chemiczne zwykle

2. Pipety (1 ml, 5 ml) + nasadki

3. Statywy do probówek

4. Łaźnia wodna

5. Spektrofotometr

6. Mikser

7. Kolba stożkowa (500 ml)

8. Papier milimetrowy

9. Lejek, sączek

10. Cylinder miarowy (200 ml)

11. Pipety automatyczne (250 µl, 500 µl)

IV. ODCZYNNIKI

1. 0,005 M roztwór nitrofenylofosforanu sodu (przygotować bezpośrednio przed użyciem)

2. 0,1 M bufor cytrynianowy pH 5.3

3. 1 N NaOH

4. 0,5 mM roztwór p-nitrofenolu w wodzie

5. H2O w lodówce do r-row 1 i 4


A. PRZYGOTOWANIE EKSTRAKTU ENZYMATYCZNEGO

Do 2,5 g kiełków pszenicy dodać 200 ml wody destylowanej. Korzystając z miksera przygotować

homogenat z kiełków. Przesączyć. Przesącz należy rozcieńczyć 5 razy. Przesącz zawiera fosfatazę kwaśną,

której aktywność należy oznaczyć.

UWAGA! Otrzymany ekstrakt należy przechowywać w lodzie.

B. OZNACZANIE AKTYWNOŚCI ENZYMATYCZNEJ

a. Przygotowanie krzywej wzorcowej

Do 6 probówek odmierzyć:

Nr probówki 0,5 mM

p-nitrofenol (ml)

1 N NaOH

(ml)

Woda

destylowana

(ml)

1 0,25 1 4,75

2 0,5 1 4,5

3 1 1 4

4 1,5 1 3,5

5 2 1 3

6 3 1 2

Próby wymieszać, zmierzyć ekstynkcję przy długości fali 430 nm (spektrofotometr wyzerować

względem wody) i sporządzić krzywą wzorcową dla p-nitrofenolu (wykres 1).

b. Przygotowanie mieszanin reakcyjnych

Do 5 ponumerowanych czystych probówek laboratoryjnych odmierzyć roztwory:

Nr probówki Homogenat z

kiełków (ml)

Woda destylowana

(ml)

Bufor cytrynianowy

(ml)

1 - kontrola 0 2,0 1,0

2 0,5 1,5 1,0

3 1,0 1,0 1,0

4 1,5 0,5 1,0

5 2,0 0 1,0

Próby po dokładnym wymieszaniu wstawić do łaźni wodnej o temp. 37 °C na 10 min. Następnie do

każdej probówki szybko odpipetować po 2 ml 0,005 M roztworu nitrofenylofosforanu sodu o temp. 37 °C i

inkubować próby w temp. 37 °C przez kolejne 10 min. Po tym czasie do każdej probówki dodać po 1 ml 1 N

roztworu NaOH, wymieszać i przeprowadzić pomiar ekstynkcji przy długości fali 430 nm wobec kontroli

(probówka nr 1- próba do wyzerowania spektrofotometru).

Przedstawić krzywą hydrolizy p-nitrofenylofosforanu sodu w obecności kwaśnej fosfatazy (wykres

2) odkładając na osi rzędnych µmole zhydrolizowanego substratu/min, a na osi odciętych ilość dodanego

homogenatu w ml.

Na podstawie uzyskanych wyników, korzystając z krzywej wzorcowej, obliczyć ilość jednostek

enzymu w 1 ml homogenatu z kiełków pszenicy.

VI. WYNIKI i WNIOSKI

Opisz uzyskane rezultaty, wykonaj wykresy i obliczenia, sformułuj wnioski.

V. HAMOWANIE KOMPETYCYJNE I NIEKOMPETYCYJNE

AKTYWNOŚCI DEHYDROGENAZY BURSZTYNIANOWEJ

I. WSTĘP

W kinetyce reakcji enzymatycznej podstawową funkcję odgrywają procesy inhibicji i aktywacji.

Inhibitory to związki obniżające szybkość reakcji enzymatycznej. Mogą to być normalne metabolity

komórkowe, które hamują enzym w ramach naturalnej kontroli odpowiedniego szlaku metabolicznego ale

również substancje obce dla organizmu np. antybiotyki, narkotyki, trucizny i toksyny.

Rozróżnia sie dwa typy inhibicji: inhibicję odwracalną i nieodwracalną. Przykładem inhibicji

odwracalnej jest hamowanie kompetycyjne, kiedy substrat i substancja hamująca (inhibitor) konkurują z

sobą o centrum aktywne enzymu. Centrum aktywne jest częścią enzymu, które dzięki odpowiedniej

strukturze może przyłączyć substrat(y) (i ewentualnie koenzym) i doprowadzić do zajścia odpowiedniej

reakcji. Inhibitor kompetycyjny wypiera substrat z centrum aktywnego enzymu. Przy nadmiarze substratu i

małych stężeń inhibitora dochodzi do cofnięcia efektu inhibicji. Klasycznym przykładem hamowania

kompetycyjnego jest hamowanie aktywności dehydrogenazy bursztynianowej przez malonian.

Dehydrogenaza bursztynianowa - integralne białko błony mitochondrialnej - enzym uczestniczący w

cyklu Krebsa, katalizuje utlenianie bursztynianu przez koenzym Q (ubichinon). Enzym nie odróżnia

malonianu od bursztynianu ale kompleks enzym-malonian nie ulega rozpadowi i nie uzyskujemy produktów

reakcji.

Przy pomiarze aktywności dehydrogenazy bursztynianowej wykorzystuje się metodę, w której

elektrony, będące jednym z produktów reakcji przenoszone są na sztuczny akceptor, którym w

doświadczeniu jest żelazicyjanek potasu. Redukcji żelazicyjanku do żelazocyjanku towarzyszy zanik żółtej

barwy roztworu.

Efekt hamowania niekompetycyjnego dehydrogenazy bursztynianowej można wykazać przez

dodanie do badanego układu soli metali ciężkich, np.: HgCl2, który blokując grupy SH centrum aktywnego

hamuje aktywność enzymatyczną. W tym przypadku nawet znaczne stężenie substratu nie jest w stanie

cofnąć inhibicji.


1. Ogólna klasyfikacja enzymów.

2. Budowa enzymu (apoenzym, holoenzyrn, koenzym, grupa prostetyczna, centrum aktywne).

3. Cechy enzymu (swoistość działania, swoistość do substratu - typy swoistości -przykłady).

4. Funkcja enzymów, ich znaczenie oraz charakter reakcji enzymatycznej.

5. Kinetyka reakcji enzymatycznej (równanie i krzywa Michaelisa-Menten),

6. Inhibicja enzymów: nieodwracalna i odwracalna (kompetycyjna, niekompetycyjna), hamowanie

allosteryczne

7. Struktura i funkcja enzymów allosterycznych.

8. Dehydrogenaza bursztynianowa- struktura, funkcja, lokalizacja.



1. Łaźnia wodna o temp. 37 °C

2. Homogenizator

3. Zlewka (200 ml)

4. Probówki (20 ml- 24 szt.)

5. 2 statywy na probówki

6. Lejki (6-12 szt.)

7. Bibuła filtracyjna

8. Pipety (5 ml)+ nasadki na pipety i gumowe gruszki

9. Mikropipety (100 µl, 500 µl, nastawna na 1000 µl)

10. Nożyczki

11. Pęseta

12. Cylinder miarowy (200 ml)

13. Nóż, deska do krojenia

14. Bagietka szklana

IV. ODCZYNNIKI

1. 0, M bufor fosforanowy pH 7.3

2. 0,1 M bursztynian sodu pH 7.0

3. 0,05 M malonian sodu pH 7.0

4. 0,01 M chlorek rtęciowy

5. 0,5 % żelazicyjanek potasu pH 7.0

6. 10 % kwas trójchlorooctowy (TCA)

7. 0,25 M sacharoza

8. Wątroba


A. PRZYGOTOWANIE PROBÓWEK Z PŁYNAMI INKUBACYJNYMI

Do 12 ponumerowanych probówek odmierzyć płyny inkubacyjne według załączonego schematu

(tabela).

Uwaga! Ze względu na silną toksyczność stosowanych substancji, do nabierania roztworów używać

tylko pipet z nasadką lub z gumową gruszką!

Nr probówki

0,1 M bufor

fosforanowy

(ml)

0,1 M

bursztynian

sodu

(ml)

0,05 M

malonian

sodu

(ml)

0,01 chlorek

rtęciowy

(ml)

0,5%

żelazicyjanek

potasu

(ml)

Woda

(ml)

1 1 0 0 0 0,5 3,0

2 1 0,1 0 0 0,5 2,9

3 1 0,1 0 0 0,5 2,9

4 1 0,1 0 0 0,5 2,9

5 1 0,1 0,1 0 0,5 2,8

6 1 0,1 0,1 0 0,5 2,8

7 1 0,1 0 0,1 0,5 2,8

8 1 0,1 0 0,1 0,5 2,8

9 1 2 0,1 0 0,5 0,9

10 1 2 0,1 0 0,5 0,9

11 1 2 0 0,1 0,5 0,9

12 1 2 0 0,1 0,5 0,9

Probówki nr 1 i 2 służą jako kontrola. Probówka nr 1 nie zawiera substratu dla dehydrogenazy

bursztynianowej. W przypadku probówki nr 2 dodać 2 ml 10% TCA celem wytracenia białek (denaturacja

enzymów czyli kontrola ta nie zawiera czynnego enzymu). Następnie wszystkie probówki wstawić do łaźni

wodnej (37 °C) na 10 min.

B. PRZYGOTOWANIE EKSTRAKTU ENZYMATYCZNEGO

Rozdrobnioną porcję wątroby (dla całej grupy) umieścić w cylindrze miarowym i uzupełnić zimnym

0,25 M roztworem sacharozy do obj. 200 ml. Całość przenieść do homogenizatora i homogenizować przez 3

min. Uzyskany homogenat zawiera dehydrogenazę bursztynianową (należy go przechowywać w lodzie lub

lodówce).

C. INHIBICJA

Do każdej probówki umieszczonej w łaźni wodnej (37 °C) dodać po 1 ml homogenatu, wymieszać i

inkubować przez 30 min. Następnie reakcję przerwać przez dodanie do każdej probówki 2 ml 10% TCA (z

wyjątkiem probówki nr 2) i przesączyć przez małe sączki do innych probówek. Zaobserwować, w których

próbówkach nastąpiło odbarwienie płynu i dane umieścić w tabeli:

Nr probówki

Stężenie

molowe

substratu

[mM]

Stężenie

molowe

malonianiu

[mM]

Stężenie

molowe

HgCl2

[mM]

Odbarwienie

roztworu

żelazicyjanku

(obserwacje)

WNIOSKI

1

2

3

4

5

6

7

8

9

10

11

12

Obliczyć stężenie substratu oraz inhibitorów w poszczególnych próbówkach (przed dodaniem TCA)

i wpisać do tabeli. Na podstawie wyników zestawionych w tabeli zastanowić się, w których próbówkach

doszło do inhibicji. Przeanalizować stężenie użytego substratu i inhibitora i na tej podstawie określić, w

których probówkach doszło do odwrócenia inhibicji.

VI. CHROMATOGRAFIA CIENKOWARSTWOWA I ILOŚCIOWE

OZNACZANIE CUKRÓW

I. WSTĘP

Chromatografia cienkowarstwowa jest metodą rozdzielania mieszanin substancji przy zastosowaniu

nośników uformowanych w postaci cienkich warstw na powierzchni szklanych płytek. Nośnikami

najczęściej stosowanymi są: żel krzemionkowy, tlenek glinu, ziemia okrzemkowa, celuloza i jej pochodne.

Używa się je w postaci drobno sproszkowanej, czasami z domieszką substancji wiążącej, np.: gipsu. Nośnik

zawieszony w odpowiednim rozpuszczalniku daje się łatwo rozprowadzić na czystej powierzchni, dokładnie

odtłuszczonej i suchej płytki, a po wysuszeniu twardnieje i przylega w postaci cienkiej warstwy do szkła. W

niektórych przypadkach płytki wymagają aktywacji przez ogrzewanie w określonej temperaturze.

W zależności od warunków chromatografii (rodzaj nośnika, układ rozpuszczalników) rozdzielenie

mieszaniny substancji na chromatogramach może odbywać się w wyniku procesów adsorpcji, rozdziału

między dwie nie mieszające się ze sobą fazy ciekłe lub wymiany jonowej.

W porównaniu z chromatografią bibułową, metoda chromatografii cienkowarstwowej ma szereg

zalet, które decydują o coraz szerszym jej stosowaniu. Najważniejsze z nich to: krótszy czas rozwijania

chromatogramów, większa czułość i dzięki temu możliwość analizowania mniejszych ilości substancji,

dobry rozdział mieszanin związków trudno rozdzielających się metodą chromatografii bibułowej, mniejsze

rozmywanie się plam, możliwość wywoływania chromatogramów stężonymi roztworami kwasów i zasad (z

wyjątkiem płytek celulozowych), możliwość odzyskania substancji z chromatogramu (przez wyskrobanie

nośnika z płytki i elucję substancji z nośnika).

Cukry dzieli sie na dwie grupy:

1) cukry proste (jednocukry, monosacharydy)

2) cukry złożone, do których sie zalicza:

a) kilkocukry (oligosacharydy)

b) wielocukry (polisacharydy)

Do wykrywania i dalszej analizy cukrów wykorzystuje się reakcje oparte na następujących

właściwościach tych związków:

1. Cukrowce o budowie cyklicznej mogą przekształcać sie w pochodne cyklicznego aldehydu - furfuralu i

tworzyć z niektórymi związkami produkty kondensacji.

2. Niektóre wielocukrowce tworzą w obecności jodu kompleksy wielocukrowiec-jod. Kompleksy z jodem

mogą tworzyć tylko cząsteczki o odpowiednio dużych rozmiarach i uporządkowanej strukturze. Do

takich wielocukrów należą skrobia oraz glikogen. Skrobia składa sie z 2 składników: amylozy i

amylopektyny. Amyloza charakteryzuje się nierozgałęzionymi łańcuchami, tworzącymi układy spiralne,

przy czym na 1 skręt przypada 6 reszt cukrowych (α-D-glukozy). Natomiast amylopektyna posiada

budowę rozgałęzioną, przez co odcinki helikalne są krótsze. Barwny efekt reakcji z jodem jest tym

większy, im dłuższe są odcinki o strukturze helikalnej. Amyloza daje intensywną barwę niebieską; w

miarę skracania długości łańcuchów następuje zmiana barwy na fioletowoczerwoną (amylopektyna) i

ciemnoczerwoną (glikogen).

3. Cukrowce z wolną grupą karbonylową redukują niektóre związki i jony.

4. Cukrowce z wolną grupą karbonylową są zdolne tworzyć z fenylohydrazyną osazony.

Cukry można oznaczać ilościowo a także wywoływać na chromatogramach przy pomocy

charakterystycznych substancji barwnych. Ich podstawą jest tworzenie się pochodnych furfuralu z cukrów

(pentoz, heksoz, kwasów uronowych) pod działaniem kwasów mineralnych w podwyższonej temperaturze.

furfural hydroksy metylofurfural metylofurfural

(z pentoz) (z heksoz) (z 6-dezoksyheksoz)

Pochodne te mogą ulegać dalszym przemianom:

Pochodne furfuralu po kondensacji ze związkami zawierającymi grupy fenolowe lub fenyloaminowe

dają produkty barwne. W metodzie oznaczania cukrów wg Dubois stosuje się fenol, produkty kondensacji

mają barwę różową. W próbie antronowej przeprowadza się kondensację z antronem

uzyskując produkty zabarwione na kolor niebieski. Natężenie barwy jest proporcjonalne do zawartości

cukrów w próbie (przy ścisłym przestrzeganiu warunków reakcji).


1. Węglowodany: budowa i nazewnictwo, podział węglowodanów (mono-, oligo-, polisacharydy,

przykłady, występowanie i funkcje)

2. Właściwości chemiczne i fizyczne cukrów.

3. Wykrywanie cukrów, reakcje barwne.

4. Funkcje pełnione przez węglowodany w organizmie.

5. Chromatografia cienkowarstwowa: zastosowanie, dobór sorbenta i rozpuszczalnika, chromatografia

podziałowa, współczynnik przesunięcia (Rf).

6. Znajomość części doświadczalnej.

III. APARATURA I SPRZĘT LABORATORYJNY

1. Płytki szklane 20 x 10 cm 2 szt.

2. Cylinder miarowy 10 ml 1 szt.

3. Cylinder miarowy 50 ml 1 szt.

4. Bagietka 1 szt.

5. Kolba stożkowa 50 ml 1 szt.

6. Mikropipeta 1 µl 1 szt.

7. Pipety 1 ml 2 szt.

8. Pipety 5 ml 2 szt.

9. Nasadka do pipet 1 szt.

10. Probówki 11 szt.

11. Suszarka 60 °C

12. Suszarka 130 °C

13. Suszarka ręczna

14. Komora chromatograficzne 1 szt.

15. Spryskiwacz 1 szt.

16. Dozowniki 2 szt.

17. Łaźnia wodna

18. Statyw na probówki

IV. ODCZYNNIKI

1. Żel krzemionkowy

2. 0,02 M roztwór octanu sodu

3. 2 % r- ry cukrów: 1) ksylozy, 2) fruktozy, 3) glukozy, 4) sacharozy, 5) laktozy

4. 2 % mieszanina cukrów: 1 + 2+ 3 + 4 + 5

5. Mieszanina rozpuszczalników

chloroform: kwas octowy: woda (30: 35: 5)

6. Wywoływacz: 1 g dwufenyloaminy + 1 ml aniliny + 100 ml acetonu,

dodać 10 ml 85 % H3PO4 bezpośrednio przed użyciem!

7. 1 % r-ry cukrów: (1) glukozy, (2) sacharozy, (3) maltozy, (4) skrobi

8. 20% etanolowy roztwór α-naftolu

9. Stężony H2S04

10. Odczynnik Benedicta

11. Odczynnik Barfoeda

12. Roztwór jodu w jodku potasowym (plyn Lugola)

13. Sok owocowy

Dodatkowe materiały: linijki, ołówki, gumowe rękawiczki, papier milimetrowy

Uwaga! Podczas wykonywania części praktycznej ćwiczenia dotyczącej chromatografii cienkowarstwowej

oraz przy pracy ze stężonym kwasem należy zachować szczególną ostrożność. Wszystkie czynności należy

wykonywać pod wyciągiem.


A. CHROMATOGRAFIA CIENKOWARSTWOWA

a. Przygotowanie płytek

Jedną płytkę szklaną (10 x 20 cm) dokładnie oczyszczoną i suchą odtłuścić watą lub ligniną

nasyconą etanolem.

b. Przygotowanie warstwy żelu krzemionkowego

Do kolbki z 3 g żelu krzemionkowego dodać 10 ml 0,02 M octanu sodu. Mieszać delikatnie ruchem

obrotowym około 1 min. Zawiesinę natychmiast wylać na odtłuszczoną płytkę szklaną. Posługując się

bagietką rozprowadzić złoże równomiernie na powierzchni płytki (wyrównać poprzez przechylenie płytki na

boki). Pozostawić w temp. pokojowej dla następnej grupy ćwiczeniowej.

c. Przygotowanie płytek do nanoszenia prób

Płytkę z żelem krzemionkowym obrysować w następujący sposób: 3 brzegi w odległości

5 mm od krawędzi. Nieobrysowany brzeg wąski posłuży jako linia startu dla rozdzielanych cukrów, które

należy nanieść w odległości około 1,5 cm od dolnego brzegu płytki. Należy zachować odległości 1,5 cm

pomiędzy nanoszonymi próbami.

Uwaga! Płytkę z żelem krzemionkowym należy bezpośrednio przed użyciem zaktywować przez ogrzanie 15

min w 60°C!

d. Nanoszenie prób

Nanieś na płytki z żelu krzemionkowego po 1 µl 2 % roztworów cukrów. Kolejność nanoszenia: (1)

ksyloza, (2) fruktoza, (3) glukoza, (4) sacharoza, (5) laktoza, (6) mieszanina cukrów 1 + 2 + 3 + 4 + 5, (7)

zawiązek X (do identyfikacji).

e. Rozwijanie chromatogram6w

Płytkę z żelem krzemionkowym rozwijać w mieszaninie rozpuszczalników:

chloroform: kwas octowy: woda (30: 35: 5)

Chromatogram na żelu krzemionkowym należy wyjąć z komory, gdy front rozpuszczalników

osiągnie górną granicę płytki. Chromatogramy wysuszyć w temperaturze pokojowej.

f. Wywołanie chromatogramów

Płytkę z żelem krzemionkowym spryskać równomiernie wywoływaczem zawierającym: 1 g

dwufenyloaminy, 1 ml aniliny, 100 ml acetonu. Bezpośrednio przed użyciem dodać 10 ml 85 % H3P04.

Spryskaną płytkę ogrzewać przez 15 min w temp. 130 °C.

Obliczyć Rf dla naniesionych cukrów (ksylozy, fruktozy, glukozy, sacharozy i laktozy).

B. ILOŚCIOWE OZNACZANIE CUKRÓW

a. Sporządzenie krzywej wzorcowej

Do 5-ciu ponumerowanych probówek odmierzono roztwór glukozy o stężeniu 100 µg/ml i

uzupełniono wodą wg tabeli. Probówka nr 6 stanowiła kontrolę.

Nr probówki 1 2 3 4 5 6

Objętość roztworu

glukozy [µl] 200 300 400 500 600 0

Objętość wody [µl] 400 300 200 100 0 600

Następnie do wszystkich probówek dodano 600 µl 5% roztworu fenolu i wymieszano. Dodano

(ostrożnie !) po 3 ml H2SO4 i ponownie wymieszano. Reakcję prowadzono przez 10 min w temp. pokojowej.

Poszczególne próby przeniesiono do kuwet i zmierzono absorbancję w spektrofotometrze przy długości fali

λ = 490 nm wobec próby kontrolnej.

Otrzymano następujące wyniki:

Nr probówki 1 2 3 4 5

Absorbancja

490 nm 0,41 0,57 0,75 0,92 1,1

Korzystając z powyższych danych wykreśl krzywą wzorcową dla glukozy:

b. Oznaczenie cukrów w badanych próbach

Masz 3 próby o nieznanym stężeniu cukru: 1, 2, 3. Wykonując doświadczenie jak wyżej otrzymano

następujące wyniki:

1) A490= 0,3

2) A490= 0,8

3) A490= 0,9

Korzystając z krzywej wzorcowej odczytaj zawartość cukrów w próbach 1, 2, 3.

C. REAKCJE CHARAKTERYSTYCZNE

a. Odróżnianie cukrów od innych związków organicznych - reakcja Molischa

Do ponumerowanych probówek odmierzyć kolejno po 0,5 ml 1 % roztworów: glukozy, sacharozy i

skrobi. Do każdej próby dodać od 1 do 2 kropli świeżo przygotowanego 20% etanolowego roztworu α-

naftolu. Po dokładnym zmieszaniu bardzo ostrożnie, po ściance próbówki, wprowadzić 0,5 cm3 stężonego

roztworu H2SO4 tak, aby była widoczna granica miedzy cieczami.

b. Odróżnianie cukrów redukujących od nieredukujących - reakcja Benedicta

Do ponumerowanych probówek odmierzyć kolejno po 1 ml 1 % roztworów: glukozy, maltozy,

sacharozy i skrobi. Do każdej próby dodać 2,5 ml odczynnika Benedicta i ogrzewać przez 5 min we wrzącej

łaźni wodnej.

c. Odróżnianie cukrów prostych od dwucukrów redukujących

Do probówek odmierzyć kolejno po 1 ml 1 % roztworów: glukozy i maltozy. Do obu prób dodać po

2,5 ml odczynnika Barfoeda i ogrzewać przez 3 min we wrzącej łaźni wodnej.

d. Wykrywanie wielocukrów

Do probówek odmierzyć kolejno po 1 ml 1 % roztworów: skrobi i glukozy. Do obu prób dodać po 1

ml roztworu jodu w jodku potasowym.


Wyniki zanotować i zinterpretować.

VII. LIPIDY

I. WSTĘP

Lipidy (tłuszczowce) stanowią szeroką grupę związków chemicznych o zróżnicowanej budowie. Ich

cechą wyróżniającą jest wyraźny charakter hydrofobowy. Lipidy nie rozpuszczają się w wodzie, natomiast są

dobrze rozpuszczalne w niepolarnych rozpuszczalnikach organicznych. Do lipidów zaliczamy: tłuszczowce

właściwe (triacyloglicerole), fosfolipidy, glikolipidy, woski, izoprenoidy i sterydy.

Znaczenie biologiczne lipidów jest różnorodne: służą one jako materiał zapasowy (tłuszcze

właściwe) występują jako główny składnik błony komórkowej (cholesterol, fosfolipidy) i substancji

mielinowej nerwu (cholesterol), odgrywają istotną rolę w podstawowych funkcjach błon biologicznych,

takich jak: selektywny transport czy powstawanie potencjałów membranowych (fosfolipidy).

Do ekstrakcji lipidów zostanie wykorzystana wątroba, która jest głównym miejscem metabolizmu

lipidów, m. in.· syntezy kwasów tłuszczowych, triacylogliceroli i cholesterolu. Ponieważ prawie wszystkie

rodzaje lipidów rozpuszczają się całkowicie lub częściowo w tych samych rozpuszczalnikach organicznych

izolacja i rozdział poszczególnych lipidów z materiału biologicznego jest zadaniem trudnym. Pierwszym

etapem ćwiczenia będzie odwodnienie tkanki w metanolu, a następnie izolacja mieszaniny lipidów poprzez

przemywanie homogenatu eterem etylowym. Następnie należy wyizolować nierozpuszczalne w zimnym

acetonie fosfolipidy (kwasy tłuszczowe, triacyloglicerole, woski i sterole pozostaną rozpuszczone).

Uzyskany preparat lipidów zostanie poddany hydrolizie zasadowej (zmydleniu tłuszczów), której

produktem jest gliceryna oraz sole kwasów tłuszczowych (mydła). W reakcji H2SO4 z solami kwasów

tłuszczowych powstaną wolne kwasy tłuszczowe.

Ekstrakt lipidów, fosfolipidy, kwasy tłuszczowe oraz wzorcowe preparaty wybranych lipidów

zostaną rozdzielone metodą chromatografii cienkowarstwowej w żelu krzemionkowym.


1. Struktura, właściwości i funkcja kwasów tłuszczowych i lipidów.

2. Budowa błon biologicznych.

3. Chromatografia adsorpcyjna i cienkowarstwowa


1. Homogenizator

2. Probówki wirownicze

3. Pipety pasterowskie (10 szt.)

4. Pipety (2 szt./ para 5 ml, 2 szt./ para 10 ml) + nasadki

5. Probówki (10 ml i 20 ml- 20 szt.)

6. Płytki szklane (10 x 20 cm)

7. Komory chromatograficzne

8. Cylindry miarowe (50 ml)

9. Rozdzielacz

10. Bagietka szklana

IV. ODCZYNNIKI

1. Chloroform

2. Eter etylowy

3. Eter naftowy

4. Aceton

5. Etanol

6. Metanol

7. Kwas octowy

8. Żel krzemionkowy

9. Roztwór soli fizjologicznej

10. 2 N H2S04

11. 1 N etanolowy roztwór KOH

12. Nasycony etanolowy roztwór MgCl2

13. 20 % r-r (NH4)2SO4 z dodatkiem H2S04 (wywoływacz)

14. Roztwór wzorcowy cholesterolu (10 mg/ml)

15. Roztwór wzorcowy kwasu linolowego (10 mg/ml)

16. Roztwór wzorcowy lecytyny (10 mg/ml)

UWAGA!!!

1. Podczas wykonywania ćwiczenia należy zachować absolutną ostrożność! Ze względu na stosowane łatwo

palne rozpuszczalniki organiczne używanie palników oraz innych źródeł otwartego ognia jest zabronione!

2. Zużyte lub niewykorzystane resztki rozpuszczalników organicznych należy wlewać do specjalnie oznaczonej

kolby szklanej, a nie do zlewu ! ! !

3. Ze względu na ograniczoną ilość wyciągów, w celu usunięcia nadmiaru rozpuszczalników z probówek

należy stosować odparowywanie w eksykatorach próżniowych. Czasami również stosuje się odparowywanie

rozpuszczalników w łaźni wodnej przy sprawnie działających wyciągach, jest to jednak postępowanie bardzo

niebezpieczne, szczególnie wtedy, gdy jest to rozpuszczalnik o niskiej temp. wrzenia i łatwopalny. Duże ilości

rozpuszczalników usuwa się stosując destylację.


A. PRZYGOTOWANIE PŁYTEK Z ŻELEM KRZEMIONKOWYM

Płytkę szklaną o wymiarach 10 x 20 cm odtłuścić przecierając watą nasączona metanolem. Z 3 g

żelu krzemionkowego i 7 ml wody destylowanej sporządzić jednorodną zawiesinę i pokryć nią płytkę

szklaną. Po wysuszeniu utworzonej cienkiej, jednorodnej warstwy żelu zaktywować płytkę w suszarce

(105°C, 30 min.).

B. EKSTRAKCJA LIPIDÓW Z TKANKI ZWIERZĘCEJ

Pierwsza grupa Studentów rozpoczynająca ćwiczenie przygotowuje ekstrakt lipidów dla pozostałych

grup laboratoryjnych. 50 g wątroby umieścić w homogenizatorze z 50 ml metanolu. Homogenizować około

10 min. Następnie homogenat przenieść do 100 ml probówek wirowniczych i ogrzewać w łaźni wodnej o

temp. 60°C ok. 10 min (w trakcie ogrzewania homogenat należy kilkukrotnie zamieszać bagietką). Po

wystudzeniu w łaźni lodowej dodać 50 ml eteru etylowego i miesząc bagietką zawartość probówki przez ok.

10 min. w temp. pokojowej. Następnie odwirować (2000 obr./min, 10 min). Supernatant umieścić w

rozdzielaczu na 200 ml, dodać 50 ml soli fizjologicznej i 15 ml eteru etylowego. Całość delikatnie

zamieszać. Pozostawić do rozdzielenia faz. W przypadku słabego rozwarstwienia należy ponownie dodać

eter etylowy (10 ml) i powtórzyć poprzednie czynności. Zebrać górną fazę. Rozpuszczalnik oddestylować.

Do suchej pozostałości dodać 40 ml mieszaniny rozpuszczalników metanol : chloroform (1: 1). Otrzymany

ekstrakt należy oznaczyć "roztwór nr 1 ".

C. ROZPUSZCZALNOŚĆ LIPIDÓW

Do probówek zawierających po 2 ml rozpuszczalników organicznych (metanol, etanol, eter,

chloroform dodać kilka kropli oleju. Zaobserwować różnicę w stopniu rozpuszczalności tłuszczu w

poszczególnych rozpuszczalnikach organicznych.

D. TWORZENIE EMULSJI TŁUSZCZU W OBECNOŚCI EMULGATORA

Do 2 probówek zawierających po 4 ml wody dodać kilka kropli oleju. Do jednej z nich dodać 0,5 ml

roztworu mydła. Zawartość probówek silnie wstrząsnąć. Zaobserwować różnicę w zachowaniu się tłuszczu

w obecności i bez emulgatora.

E. OTRZYMYWANIE WOLNYCH KW. TŁUSZCZOWYCH

Do 10 ml probówki wlać 0,5 ml "roztworu nr 1" i odparować do sucha w eksykatorze próżniowym.

Do suchej pozostałości dodać 0,25 ml 1 N r-r KOH i 0,5 ml etanolu. Próbówkę przykryć folią aluminiową i

pozostawić do inkubacji w łaźni wodnej o temp. 40°C na 20 min. Po inkubacji zawartość probówki

odparować do sucha. Do pozostałości dodać 1,5 ml 2 N r-r H2SO4, miesząc przez kilka minut, a następnie

dodać 1,5 ml eteru etylowego. Górną warstwę zebrać do innej probówki za pomocą pipety pasterowskiej z

gumowym smoczkiem. Eterowy roztwór przemyć 1.5 ml wody destylowanej, tzn. dodać wodę, intensywnie

wstrząsnąć i zebrać eterową warstwę po rozdzieleniu faz do nowej probówki. Taką czynność należy

powtórzyć jeszcze raz. Na koniec odparować roztwór do objętości 0,5 ml lub mniejszej w łaźni wodnej o

temp. 40°C i oznaczyć "roztwór nr 2".

F. OTRZYMYWANIE FOSFOLIPIDÓW

1 ml "roztworu nr 1" umieścić w probówce wirowniczej na 10 ml. Rozpuszczalnik odparować do

objętości ok. 0,5 ml, próbę oziębić umieszczając probówkę w lodzie na 5 min. Dodać 5 ml zimnego acetonu

(wkraplając z jednoczesnym mieszaniem). Następnie dodać 2 krople nasyconego etanolowego roztworu

MgCl2. Probówkę pozostawić w lodzie na 5 min. Osad odwirować (10 min, 2 tys. obr./min), rozpuścić w 0,5

ml mieszaniny metanol : chloroform (1: 1) i oznaczyć "roztwór nr 3 ".

G. CHROMATOGRAFIA CIENKOWARSTWOWA NA ŻELU KRZEMIONKOWYM

Na zaktywowana płytkę nanieść kolejno po 10 µl roztworów: nr 1, nr 2, nr 3 oraz roztwory

wzorcowe: cholesterolu, lecytyny, kwasu linolowego (po 5 µl). Chromatogram rozwijać w układzie

rozpuszczalników: eter naftowy - eter etylowy - metanol - kwas octowy (90:20:2:3). Po wysuszeniu płytek

na powietrzu, chromatogram wywołać stosując roztwór siarczanu amonu. Płytki umieścić w suszarce o temp.

150°C na kilka minut.


Zinterpretować uzyskany chromatogram

STĘŻENIE NORMALNE

Stężenie normalne jest to liczba gramorównoważników substancji zawarta (rozpuszczona) w

1 dm3 roztworu.

[gR/dm

3]

,

,

STĘŻENIE PROCENTOWE

Stężenie procentowe roztworu jest to liczba gramów substancji zawarta w100 gramach roztworu, wyrażona

w % (procentach)

STĘŻENIE MOLOWE

Stężenie molowe jest to ilość moli substancji rozpuszczonej w 1 dm3 roztworu.

[mol/dm

3]

Oznaczenia:

Cn – stężenie normalne [N]

Cp – stężenie procentowe

Cm – stężenie molowe [mol/dm3]

ms – masa substancji rozpuszczonej [g]

mr – masa roztworu [g]

ma – masa rozpuszczalnika [g]

z - liczba gramorównoważników substancji [gR]

gR - gramorównoważnik substancji

w – wartościowość

Vr - objętość roztworu [dm3]

M - masa molowa (mola) substancji [g/mol] ([g])

n – liczba moli [mol]

GĘSTOŚĆ SUBSTANCJI

[g/dm

3]

MIESZANIE ROZTWORÓW

Mieszanie roztworów o znanym stężeniu procentowym

Cp1 ǀCpx –Cp2ǀ (ilość jednostek masowych roztworu Cp1)

Cpx

Cp2 ǀCpx-Cp1ǀ (ilość jednostek masowych roztworu Cp2)

Mieszanie roztworów o znanym stężeniu molowym

Cm1 ǀCmx –Cm2ǀ (ilość jednostek objętościowych roztworu Cm1)

Cmx

Cm2 ǀCmx-Cm1ǀ (ilość jednostek objętościowych roztworu Cm2)

ZMIANA STĘŻENIA ROZTWORU (rozcieńczanie)

C1 – stężenie początkowe danej substancji

C2 – stężenie końcowe danej substancji

V1 – objętość początkowa danej substancji

V2 – objętość końcowa danej substancji

ĆWICZENIA LABORATORYJNE Z BIOCHEMII

Documents

Transcript of ĆWICZENIA LABORATORYJNE Z BIOCHEMII